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Dokumentenidentifikation DE69433356T2 26.08.2004
EP-Veröffentlichungsnummer 0000699103
Titel AN DER OBERFLÄCHE MODIFIZIERTE, BIOCOMPATIBLE MEMBRANEN
Anmelder Norsk Hydro A/S, Oslo/Osló, NO
Erfinder SCHOLANDER, Elisabeth, S-7654 Uppsala, SE;
WERYNSKI, Andrzej, PL-02-736 Warzawa, PL;
JÖZWLAK, Andrzej, PL-01-466 Warzawa, PL;
LARM, Olle, S-161 39 Bromma, SE
Vertreter HOFFMANN · EITLE, 81925 München
DE-Aktenzeichen 69433356
Vertragsstaaten AT, BE, CH, DE, DK, ES, FR, GB, GR, IE, IT, LI, LU, MC, NL, PT, SE
Sprache des Dokument EN
EP-Anmeldetag 09.05.1994
EP-Aktenzeichen 949164370
WO-Anmeldetag 09.05.1994
PCT-Aktenzeichen PCT/NO94/00088
WO-Veröffentlichungsnummer 0094026399
WO-Veröffentlichungsdatum 24.11.1994
EP-Offenlegungsdatum 06.03.1996
EP date of grant 26.11.2003
Veröffentlichungstag im Patentblatt 26.08.2004
IPC-Hauptklasse B01D 71/06
IPC-Nebenklasse B01D 69/08   B01D 67/00   A61L 33/00   

Beschreibung[de]

Die vorliegende Erfindung betrifft biokompatible Membranen mit funktionalen Gruppen, die verwendet werden, um bioaktive Moleküle auf den Membranen zu immobilisieren, und ein Verfahren zur Herstellung solcher Membranen.

In den vergangenen Jahren ist bei der Entwicklung medizinischer Hilfsmittel zur Behandlung verschiedener Erkrankungen und bei der Entwicklung permanenter Implantate zum Ersetzen von Teilen des menschlichen Körpers großer Fortschritt gemacht worden. Bei ihrer Verwendung sind viele dieser Hilfsmittel oder Implantate für kurze Zeiträume oder permanent mit Blut in Kontakt.

Oxygenatoren, die in Herz-Lungen-Maschinen verwendet werden, und Hämofiltrationsmodule, die bei der Blutreinigung von Patienten mit Niereninsuffizienz verwendet werden, sind Beispiele für membranenhaltige Hilfsmittel, die in der extrakorporalen Blutzirkulation verwendet werden. Diese Hilfsmittel haben große Oberflächenbereiche, und wenn sie verwendet werden ist die Exposition gegenüber dem Blut substantiell. Die Notwendigkeit für blutkompatible Oberflächenbehandlungen dieser Hilfsmittel ist daher offensichtlich. Weitere Beispiele von membranhaltigen Hilfsmitteln sind invasive Blutgassensoren und künstliche Organe, wie beispielsweise künstliche Pankreata und künstliche Haut.

Es ist bekannt, daß chemische Entitäten mit biologischer Wirkung auf die Oberfläche eines Substrats gebunden werden können, um die Kompatibilität des Substrats mit dem Blut zu verbessern, indem funktionale Gruppen auf der Substratoberfläche durch Oberflächenmodifizierungen zur Verfügung gestellt werden. Solche funktionalen Gruppen auf der Substratoberfläche können für eine ionische Interaktion geladen werden oder kovalent mit funktionalen Gruppen der chemischen Entität reagieren.

Wenn das Blut künstlichen Oberflächen ausgesetzt ist, werden einige der körpereigenen Abwehrsysteme aktiviert, wie beispielsweise die Koagulierungs-, Komplement- und Immunsysteme. von diesen Systemen wird angenommen, daß sie über gemeinsame Zwischenstoffe miteinander in Beziehung sind. Um eine Aktivierung des Koagulationssystems bei einer Kurzzeitexposition des fremden Materials gegenüber Blut zu vermeiden, kann Heparin systemisch verabreicht werden. Es wird routinemäßig verwendet, hat aber mehrere Nebenwirkungen, wie beispielsweise Blutungen, Thrombozytopenie oder Osteoporose. Manchmal ist es nur teilweise wirksam, was zu einer Fibrinablagerung auf dem Fremdmaterial führt, was dann zu einer fehlerhaften Funktion des Hilfsmittels führt. Patienten, die blutkontaktierende permanente Implantate erhalten, hängen häufig von lebenslangen Antikoagulationstherapien ab, die häufige Laborüberwachungen notwendig machen.

Es wurden viele Versuche unternommen, um die Oberflächen von Fremdmaterialien zu modifizieren, um sie biokompatibler zu machen. von einer negativ geladenen Oberfläche wird angenommen, daß sie seltener eine Plättchenadhäsion verursacht aber andererseits die Koagulationskontaktaktivierung erhöht. Eine gegenteilige Wirkung wurde bei positiv geladenen Oberflächen bemerkt. Synthetische Hämofilter-Membranmaterialien werden im Hinblick auf die Aktivierung des Komplementsystems als biokompatibler als auf Cellulose basierende Membranen angesehen. Andererseits sind die synthetischen Membranen häufig hydrophob, haben eine starke Proteinadsorption und manchmal schlechtere Filtriereigenschaften. Hydrophobe Eigenschaften sind auch dafür bekannt, daß sie Plättchenadhäsion fördern.

Biologisch aktive Substratoberflächen, d. h. Oberflächen mit immobilisierten Verbindungen, die aktiv auf molekularer Ebene am Prozeß des Verhinderns der Aktivierung der Abwehrsysteme beim Kontakt zwischen Fremdmaterialien und Körperflüssigkeiten oder -gewebe teilnehmen, können durch Endpunktanheftung von Heparin an der Hilfsvorrichtung oder die Implantatmaterialoberflächen hergestellt werden, wie in EP 86186 B1 beschrieben wird. Diese Heparin-modifizierten Oberflächen zeigen eine stark verbesserte Biokompatibilität sowohl im Hinblick auf die Koagulation wie auch die Komplement-Aktivierung.

Hilfsmittel- oder Implantatmaterialoberflächen haben im allgemeinen eine niedrige Reaktivität, und die funktionalen Gruppen müssen zum Binden der bioaktiven Reagenzien in diese Oberflächen eingefügt werden. Dies kann durch das Beschichten der Materialoberflächen mit Verbindungen erreicht werden, die die geeigneten funktionalen Gruppen enthalten (EP 86187B2), durch chemisches Aufpfropfen reaktiver Verbindungen (D. E. Bergbreiter in Chemically Modified Surfaces, H. A. Mottola und J. R. Steinmetz (Hrg.), 1992 Elsevier Science publishers, S. 133–154), durch eine Plasmabehandlung mit reaktiven Monomeren oder Gasen (H. Yasuda, Plasma Polymerization, Academic Press 1985) oder in einigen Fällen durch chemische Reaktionen der Hilfsmittelmaterialien, um funktionale Gruppen einzuschleusen (D. E. Bergbreiter in Chemically Modified Surfaces, H. A. Mottola und J. R. Steinmetz (Hrg.), 1992 Elsevier Science publishers, S. 133–154). An funktionale Gruppen, die durch irgendeines dieser Verfahren erzeugt wurden, können mit konventionellen chemischen Verfahren biologisch aktive Reagenzien angehängt werden, um ionisch oder kovalent gebundene biologisch wirksame Verbindungen auf den Materialoberflächen zur Verfügung zu stellen.

Jedes Verfahren zur Vorbehandlung einer Oberfläche zur Immobilisierung biologisch aktiver Verbindungen muß die folgenden Kriterien erfüllen:

  • – Die Vorbehandlung muß funktionale Gruppen erzeugen, die in dem unterliegenden Material gut verankert sind, so daß die Verbindungen, die funktionale Gruppen enthalten, bei der Verwendung nicht in den Blutfluß auslecken.
  • – Die funktionalen Gruppen müssen in ausreichend großen Mengen vorhanden sein, um eine Bindung einer adäquaten Anzahl an bioaktiven Molekülen zu erlauben.
  • – Die funktionalen Gruppen müssen auf der Materialoberfläche exponiert sein, um für die Bindung bioaktiver Verbindungen zur Verfügung zu stehen.
  • – Die Eigenschaften des Bulkmaterials sollten nicht ungünstig verändert sein.

Die meisten Verfahren der Herstellung funktionaler Gruppen zur Immobilisierung bioaktiver Verbindungen haben im Hinblick auf die oben genannten Kriterien Nachteile. Die Beschichtung der Materialoberflächen mit funktionalen Verbindungen führt häufig zu Beschichtung mit einer schlechten Adhärenz an der Substratoberfläche. Eine Plasmabehandlung oder eine Aktivierung durch chemisches Pfropfen ist bei Hilfsmitteln mit einigen Gestaltungsformen, z. B. auf der Innenseite der Hohlfasern, nicht möglich. Eine direkte chemische Behandlung einer Materialoberfläche macht häufig rigorose chemische Reaktionsbedingungen notwendig und ist daher auf einige wenige Materialien begrenzt. Nicht alle Vorbehandlungsverfahren erzeugen ausreichende Mengen funktionaler Gruppen und infolgedessen ist die Menge der immobilisierten bioaktiven Verbindung nicht ausreichend, um eine Biokompatibilität zu erfüllen.

Bei der Behandlung eines Hilfsmittels, das eine Membran inkorporiert, müssen die physikalischen Eigenschaften des Membranmaterials, wie beispielsweise die Porengröße, die Wasserausscheidung und das Durchtreten von Molekülen einer bestimmten Größe, in Betracht gezogen werden. Einige der Vorbehandlungsverfahren, die oben beschrieben wurden, würden die physikalischen Eigenschaften einer Membran ändern oder die Poren dieser Membran sogar verstopfen.

Die vorliegende Erfindung wurde angesichts der oben erwähnten Nachteile des Standes der Technik ausgemacht.

Eine Polymermembran kann durch eine Phasenumkehrtechnik durch Präzipitieren einer Lösung des membranbildenden Polymers in einem Koagulationsbad eines Nichtlösungsmittels, normalerweise Wasser, hergestellt werden (W. Pusch und A. Walch, Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 21 (1982) S. 660–685).

Eine Gußlösung zur Membranbildung wird aus einer Lösung eines membranbildenden Polymers, z. B. Cellulose, Celluloseacetat oder einem anderen Cellulosederivat, Polysulfon, Polyacrylnitril oder jedem anderen membranbildenden Material, in einem Lösungsmittel oder einem Gemisch aus Lösungsmitteln zusammengesetzt. Als Lösungsmittel können Dimethylacetamid, Dimethylsulfoxid, Aceton, Dimethylformamid, Formamid, N-Methylpyrrolidon, Cyclohexanon, organische und anorganische Säuren oder Gemische daraus ebenso wie andere Lösungsmittel verwendet werden. Es ist auch möglich, eine geringe Menge eines Nichtslösungsmittels zu dem Lösungsmittel oder dem Gemisch aus Lösungsmitteln für das membranbildende Polymer zuzugeben, vorausgesetzt, daß das Gesamtgemisch ein Lösungsmittel für das Polymer bleibt.

Ein Koagulationsbad, das ein Nichtlösungsmittel für das membranbildende Polymer enthält, koaguliert die Gußlösung und bildet die Membran. Das Koagulationsbad kann ein Gemisch eines Nichtslösungsmittel und einer geringen Menge eines Lösungsmittels sein.

Eine Hohlfasermembran kann durch dieses Verfahren unter Verwendung einer Spinndüse, die in Form einer Röhre in einer Öffnung angeordnet ist, gebildet werden. Aus den Spinndüsen werden zwei Ströme extrudiert, wobei ein Strom, der aus der Drücklösung besteht, die das membranbildende Polymer umfaßt, durch die ringförmige Öffnung extrudiert wird, und der zweite Strom aus einer Kernflüssigkeit besteht, die durch die mittlere Röhre extrudiert wird. Die Kernflüssigkeit und das Koagulationsbad enthalten ein Nichtlösungsmittel für das membranbildende Polymer und beide nehmen an der Koagulation der Drücklösung und der Bildung der Membran teil (H. I. Mahon und B. J. Lipps, Encyclop. Polym. Sci. Technology, 15 (1971), S. 258–272). Die Kernflüssigkeit kann auch ein Öl sein, das mit der Polymerlösung und dem Koagulationsbad nicht mischbar und ihnen gegenüber Reaktionsträger ist, z. B. Isopropylmyristat.

In EP-A-0090483 und EP-B-87228 werden ein Verfahren zur Oberflächenmodifizierung von hautfreien ("skinless"), mikroporösen Polyamidmembranen beschrieben, wobei ein Oberfächen-modifizierendes Polymer mit einem Molekulargewicht von ungefähr 20.000 mit funktionalen Gruppen (Amino, Hydroxyl, Carboxylsulfonsäuren und andere) zu der Gußlösung in Anteilen um 1%, bezogen auf das Gewicht des Polyamidharzes, hinzugegeben wird. Wenn die Membran in einem Koagulationsbad präzipitiert wird, das ein Nichtslösungsmittel für Polyamid ist, wird das Oberflächen-modifizierende Polymer ein integraler Bestandteil der Membran, das hauptsächlich auf der Oberfläche der Membran exponiert ist. Das Oberflächen-modifizierende Polymer erhöht die Hydrophilität der Membran und kann der Membran gegenüber einem pH-Profil ein ungewöhnliches Zeta-Potential verleihen. Diese Eigenschaften erlauben die selektive Entfernung von Partikeln, d. h. negative Partikel können durch eine positiv geladene Membran gemäß diesen Patent entfernt werden. Weitere nützliche Eigenschaften dieser Membranen sind die Fähigkeit, gelöste Metallkontaminationen durch Komplexbildung zu entfernen, z. B. aus Flüssigkeit zur Gewinnung kostbarer Metalle in der Metallisierungsindustrie oder nach einer weiteren Modifizierung der modifizierten Membran, um eine Affinität für bestimmte biologische Verbindungen beim Verarbeiten biologischer oder biochemischer Präparate zu verleihen, wie beispielsweise bei der Entfernung oder Isolierung biologischer oder pharmazeutischer Materialien zur Herstellung von Substanzen in der pharmazeutischen Industrie. Weitere Anwendungen dieser Membranen sind die Immobilisierung von Enzymen zur Nahrungsmittelverarbeitung oder Herstellung von Pharmazeutika. Die immobilisierten Enzyme bieten günstige Wege zum Trennen des Enzyms vom Produkt nach der Reaktion, wie auch ein Mittel zur gleichzeitigen Entfernung bestimmter Kontaminanten, wie beispielsweise Zelltrümmern, die eine gewöhnliche Kontaminante bei kommerziellen Enzympräparaten ist.

In EP-A-0090483 und EP-B-087228 sind weder medizinische Anwendungen, wie beispielsweise die Verwendung in medizinischen Hilfsmitteln oder Implantaten, noch verbesserte Biokompatibilität der Oberflächenmodifizierten Membranen erwähnt.

EP-A-0497185 offenbart ein Verfahren zum Herstellen einer Polysulfonmembran, die Proteine nicht adsorbiert, durch ein Phasenumkehrungsverfahren, bei dem die Gußlösung ein Polyurethanpräpolymer mit hydrophilem Isocyanat als Abschußkappen zusätzlich zum Polysulfonpolymer enthält, sowie auch eines oder mehrere Nichtlösungsmittel für das Polysulfon wie auch eines oder mehrere Lösungsmittel dafür. Das Koagulationsbad enthält einen Katalysator zum Beschleunigen der Polymerisierung des Präpolymers. Während des Membranbildungsprozesses leckt das Präpolymer zusammen mit dem Nichtlösungsmittel der Gußlösung in die Koagulationslösung fast vollständig aus der Membran heraus. Wenn es die Membranoberfläche erreicht, wird eine geringe Menge des Präpolymers polymerisiert, um ein interpenetrierendes Polymernetzwerk zu bilden, welches eine hydrophile, Proteine nicht adsorbierende Membranoberfläche zur Verfügung stellt. Die Oberflächenmodifizierten Membranen haben auch einen großen Oberflächenbereich, der sie für die Immobilisierung von Enzymen oder anderen reaktiven Mitteln geeignet macht.

Die vorliegende Erfindung betrifft ein Oberflächen-modifiziertes Substratmaterial, wie im vorliegenden Anspruch 1 definiert wird, zur Verwendung beim Kontakt mit Körperflüssigkeiten oder -gewebe, wobei eine bioaktive Verbindung, die in der Lage ist mit den Abwehrsystemen des Körpers zu interagieren, auf dem Substrat immobilisiert ist, indem es kovalent an funktionale Gruppen, die auf der Oberfläche des Substrats zur Verfügung gestellt werden, gebunden wird, um die Aktivierung dieser Abwehrsysteme oder inaktivierender Verbindungen, die durch solche Abwehrsysteme erzeugt werden, zu verhindern. Erfindungsgemäß ist das Substrat eine Membran, die mindestens ein membranbildendes Polymer umfaßt, und die funktionalen Gruppen werden durch das Inkorporieren von mindestens einer Oberflächenmodifizierenden Verbindung mit funktionalen Gruppen in das membranbildende Polymermaterial beim Bilden der Membran daraus zur Verfügung gestellt.

Die vorliegende Erfindung stellt auch ein Verfahren zum Herstellen einer Oberflächen-modifizierenden Membran mit einer antithrombotischen Verbindung, die an die funktionalen Gruppen der Membranoberfläche gebunden sind, zur Verfügung, umfassend die Schritte:

  • (a) Herstellen einer Membran aus einer Gußlösung, umfassend ein membranbildendes Polymer und
  • (b) Präzipitieren des membranbildenden Polymers in einem Koagulationsbad, wobei
  • (c) funktionale Gruppen, an die antithrombotische Verbindungen gebunden werden können, in der Oberfläche der Membran inkorporiert werden, indem ein Oberflächen-modifizierendes Polymer hinzugegeben wird, das diese funktionalen Gruppen entweder der Gußlösung oder dem Koagulationsbad verleiht, wobei das Oberflächen-modifizierende Polymer ausgewählt ist aus Polyaminen, Polyanhydriden, Polycarbonsäuren, Polyisocyanaten, Polyepoxiden, Polycarbodiimiden, Polyalkoholen und Polysacchariden, und
  • (d) anschließendes Koppeln einer antithrombotischen Verbindung, die in der Lage ist mit den körpereigenen Abwehrsystemen zu interagieren, an die funktionalen Gruppen auf der Oberfläche der Membran, um die Aktivierung dieser Abwehrsysteme zu verhindern, oder um Verbindungen, die durch solche Abwehrsysteme erzeugt werden, zu inaktivieren.

Wie oben erwähnt wurde, können die Oberflächen-modifizierten Membranen dieser Erfindung durch alternative Verfahren hergestellt werden, die nachfolgend als Verfahren A und Verfahren B bezeichnet werden.

Verfahren A
  • (i) Herstellung einer Gußlösung, die das membranbildende Polymer enthält; und
  • (ii) Präzipitieren der Membran aus der Gußlösung in ein Koagulationsbad, das die Oberflächen-modifizierende Verbindung enthält.
Verfahren B
  • (i) Herstellung einer Gußlösung, die das membranbildende Polymer und die Oberflächen-modifizierende Verbindung enthält; und
  • (ii) Präzipitieren der Membran aus der Gußlösung in ein Koagulationsbad.

Bevorzugte Ausführungsformen dieser zwei Verfahren werden nun in genauerem Detail beschrieben.

Verfahren A

Eine Gußlösung wird durch das Lösen des membranbildenden Polymers in einem Lösungsmittel hergestellt, z. B. Cellulose, Celluloseacetat, Polysulfon, sulfoniertem Polysulfon, Polyamid, Polyacrylnitril, Polymethylmethacrylat oder anderen membranbildenden Polymeren. Das Lösungsmittel, das geeignet ist, ist Dimethylacetamid, Dimethylsulfoxid, Aceton, Dimethylformamid, Formamid und eine organische oder anorganische Säure oder Gemische daraus. Es ist auch möglich, einen geringen Anteil eines Nichtlösungsmittels hinzuzugeben, vorausgesetzt, daß das gesamte System ein Lösungsmittel für das Polymer bleibt. Die Konzentration des membranbildenden Polymers liegt bevorzugt zwischen 15 und 30%, mehr bevorzugt zwischen 20 und 28%, die am meisten bevorzugte Konzentration ist 25%.

Die Membran wird auf der Gußlösung in einem Nichtlösungsmittel präzipitiert, typischerweise aus einem hydrophilen Lösungsmittel, bevorzugt aus Wasser, möglicherweise mit einer geringen Menge eines hinzugegebenen Lösungsmittels, für das membranbildende Polymer. Die Oberflächenmodifizierende Verbindung wird in diesem Gemisch aus Nichtlösungsmittel und Lösungsmittel bei einer Konzentration gelöst, die typischerweise zwischen 0,5 und 10%, bevorzugt zwischen 0,5 und 4%, mehr bevorzugt bei 1% liegt. Die Oberflächen-modifizierende Verbindung wird durch Präzipitierung auf die Oberfläche der Membran inkorporiert. Die Oberflächen-modifizierende Verbindung ist bevorzugt aus organischen Verbindungen, die funktionale Gruppen wie beispielsweise Amino, Hydroxyl, Carbonsäure, Carbonsäureanhydrid, Isocyanat, Epoxy, Carbodiimid, Sulfonsäure tragen, oder anderen reaktiven funktionalen Gruppen ausgewählt. Die funktionalen Verbindungen können Polymere sein, z. B. Polyamine wie Polyethylenimin (PEI) oder Polylysin, Polycarbonsäuren wie Polyacrylsäure, Polyalkohole wie Polyvinylalkohol oder Polysaccharide, Polyanhydride, Polyisocyanate, Polyepoxide, Polycarbodiimid oder andere funktionale Polymere. Die funktionalen Verbindungen können auch niedermolekulargewichtige Verbindungen sein, die durch eine Affinität, die nicht eine Verknüpfung ist (kovalent, ionisch oder Van Der Waals-Bindungen), auf der Oberfläche der Membran haftet.

Typischerweise ist die Oberflächen-modifizierende Verbindung ein Polymeramin mit einem Molekulargewicht von über 25.000, bevorzugt ein Polyethylenimin.

Die präzipitierte Oberflächen-modifizierte Membran wird vorsichtig mit Wasser gespült und dann mit einer bioaktiven Verbindung und einem Kupplungsmittel umgesetzt.

Das bioaktive Reagens kann durch konventionelle Kupplungstechniken an die funktionalen Gruppen der Membranoberflächen gekoppelt werden. Beispielsweise können an eine Membranoberfläche, die Aminogruppen enthält, aminhaltige Verbindungen, wie beispielsweise Proteine, zum Beispiel durch ein Dialdehyd, wie beispielsweise Glutardialdehyd, gekoppelt werden. Carbonsäureliganden können nach der Aktivierung mit einem wasserlöslichen Carbodiimid, z. B. 1-Ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimidhydrochlorid (EDC), gekoppelt werden. Hydroxylverbindungen können an eine aminierte Oberfläche, die durch Bisepoxirane oder ein Carbonyldiimidazol aktiviert worden ist, gekoppelt werden. Eine Oberfläche, die Carbonsäuregruppen enthält, kann zum Koppeln von Aminogruppen oder Hydroxylgruppen durch Behandlung mit EDV aktiviert werden. Anhydride auf einer Membranoberfläche können durch eine Behandlung mit Diaminen in Aminogruppen umgewandelt werden oder zu Carbonsäuregruppen hydrolysiert werden. An Isocyanate, Epoxide oder Carbodiimide auf der Oberfläche können bioaktive Verbindungen, die Amino- oder Hydroxygruppen enthalten, gekoppelt werden.

Eine bioaktive Verbindung auf einer Membranoberfläche verleiht der Oberfläche durch das Interagieren mit den Abwehrsystemen des Körpers eine Biokompatibilität, um die Aktivierung der Abwehrsysteme zu verhindern oder um Verbindungen zu inaktivieren, die durch solche Abwehrsysteme erzeugt wurden. Die bioaktive Verbindung, die an die Oberfläche gekoppelt werden soll, können Glycosaminoglycane, typischerweise Heparin, andere Antikoagulationsmittel wie Hirudin, Prostaglandine, Antithrombine oder thrombolytische oder fibrinolytische Mittel wie Streptokinase, Urokinase oder Gewebeplasminogenaktivator (tPA) oder andere Verbindungen oder Gemische daraus, die durch irgendeinen Mechanismus die Abwehrsysteme des lebenden Körpers aktiv beeinflussen, sein. Die Biokompatibilität von Oberflächen-immobilisiertem Heparin ist gut dokumentiert, und Heparin ist deswegen als bioaktive Verbindung bevorzugt.

Heparin kann auf eine aminierte Oberfläche durch Multipunkt- oder Endpunktanheftung gekoppelt werden. Die Multipunktanheftung wird durch das Verwenden irgendeines der oben beschriebenen Reagenzien zum Koppeln der freien Aminogruppen, Carbonsäuregruppen oder Hydroxylgruppen des Heparins an eine aminierte Oberfläche erreicht.

Heparin, das durch Endpunktanheftung mit beibehaltener biologischer Wirkung des Heparinsmoleküls gekoppelt wird, wird bevorzugt, um die Membran biokompatibel zu machen. Die Endpunktanheftung von Heparin wird durch das Koppeln teilweise degradierten Heparins (Salpetersäure), welches endständige freie Aldehydgruppen enthält, erreicht. Mit Polyethylenimin als Oberflächenmodifizierendes Mittel ist das Kopplungsmittel ein Reduktionsmittel, das in der Lage ist, die Schiffschen Basen zu reduzieren, die zwischen den endständigen Aldehydgruppen des modifizierten Heparins und den Aminogruppen der Membranoberfläche gebildet werden. Bevorzugt ist dieses Reduktionsmittel Natriumcyanoborhydrid (EP-86182 B2). Die erhaltene biokompatible (Heparin gekoppelte) Membran wird vorsichtig gespült, um nicht gekoppeltes Heparin zu entfernen.

Verfahren H

Die Oberflächen-modifizierte Verbindung wird in einer Konzentration, die zwischen 0,5 und 10% variiert, mehr bevorzugt zwischen 0,5 und 4% und am meisten bevorzugt bei 1%, zur Gußlösung hinzugegeben, welche wie in Verfahren A hergestellt wird. Die Oberflächen-modifizierte Verbindung wird aus der Gruppe ausgewählt, die in Verfahren A erwähnt wurde, aber mit der Einschränkung, daß sie in der Gußlösung löslich sein muß. Die Membran wird in einem Nichtlösungsmittel, wie oben beschrieben wurde, präzipitiert. Auch bei diesem Verfahren werden die Oberflächen-modifizierenden Verbindungen auf die Oberfläche der Membran als Folge der eher hydrophilen Art der Oberflächenmodifizierenden Verbindung dirigiert.

Ein bioaktives Mittel wird dann auf die Oberflächen-modifizierte Membran, wie in Verfahren A beschrieben, gekoppelt.

Die vorliegende Erfindung stellt ein Verfahren zum Herstellen biokompatibler Membranen zur Verwendung bei der Hämofiltration und anderen Blutreinigungsbehandlungen zur Verfügung. Durch das Einschließen funktionaler Verbindungen, bevorzugt polymerer Amine, in die Membran während der Herstellung dieser Membranen und durch das Immobilisieren von Heparin mit Hilfe von Aminogruppen werden Membranen mit verbesserter Blutkompatibilität, verglichen mit den entsprechenden Membranen ohne immobilisiertes Heparin, erhalten. Wenn die funktionalen Verbindungen während der Herstellung der Membranen inkorporiert werden und nicht bei einem Reaktionsschritt der darauf folgt, sind die physikalischen Eigenschaften der Membran, wie beispielsweise die Porengröße, die Wasserausscheidung und das Durchlassen von Molekülen einer bestimmten Größe, leicht kontrollierbar. Ein weiterer Vorteil der vorliegenden Erfindung ist, daß das Koppeln von Heparin in einem Schritt durchgeführt werden kann, da funktionale Gruppen auf der Membranoberfläche vorhanden sind.

Beispiele

Die folgenden nicht begrenzenden Beispiele stellen die Erfindung weiter dar.

Beispiel 1 Herstellung aminierter Celluloseacetatmembranen gemäß Verfahren A

Eine Gußlösung wurde durch das Lösen von 25 g Celluloseacetat (Eastman CA-398-10 USP grade) in 75 g eines Gemisches aus Dimethylformamid und Formamid in einem Verhältnis von 5 : 1 hergestellt. 1 cm3 der Gußzusammensetzung wurde auf einer sauberen Glasplatte ausgebreitet und dann in ein Koagulationsbad getaucht, das eine 1%ige wäßrige Lösung aus Polymin SN (BASF) war. Die aminierten Membranen werden für einige Minuten zum Absetzen in dem Bad gelassen, ausgiebig mit Wasser gewaschen, in einer 15%igen Glycerollösung in Wasser für 1 Stunde eingetaucht und bei Umgebungsbedingungen getrocknet.

Heparinisierung der aminierten Celluloseacetatmembranen

Heparin wurde auf die flachen aminierten Membranschichten, die wie beschrieben hergestellt wurden, gekoppelt, indem die Membranen in einer Lösung von teilweise durch Salpetersäure degradiertem Heparin (25 mg), welches im wesentlichen wie in EP-86186 beschrieben hergestellt wurde, in Wasser, das Natriumcyanoborhydrid enthält (2,5 mg) und Natriumchlorid (880 mg) bei pH 3,9 und 50°C über 2 Stunden belassen wurden. Die heparinisierte Membran wurde ausgiebig mit Wasser, Boratpuffer pH 9 und Wasser gespült, um nicht kovalent gebundenes Heparin zu entfernen.

Die Menge Oberflächen-immobilisierten Heparins, gemessen durch das Verfahren, das von Riesenfeld und Roden, Anal. Biochem. 188 (1990), S. 383–389 beschrieben wurde, und das hinsichtlich der Hintergrundwerte korrigiert wurde, betrug 2,8 &mgr;g/cm2.

Vergleichsbeispiel 1

Membranen aus Celluloseacetat wurden wie in Beispiel 1 beschrieben hergestellt, aber die Zugabe von PEI oder anderen funktionalen Polymeren wurde weggelassen. Diese Membranen wurden wie oben beschrieben mit Heparin behandelt. Es konnte kein Oberflächen-gebundenes Heparin nachgewiesen werden.

Beispiel 2 und Vergleichsbeispiel 2 Herstellung aminierter Polysulfonmembranen gemäß Verfahren A

20 g Polysulfon (Udel polysulfone P3500 Natural 11, AMOCO, Molekulargewicht 45.000) wurden in BO g eines Gemisches aus Dimethylacetamid und Polyvinylpyrrolidon in einem Verhältnis von 6 : 2 gelöst und wie in Beispiel 1 verarbeitet. Die Heparinisierung der Membran gemäß Beispiel 1 ergab eine heparinisierte Membran mit einer Oberflächendichte von 1,0 &mgr;g Heparin/cm2. Die Membranen aus Polysulfon wurden wie oben hergestellt, aber die Zugabe von PEI oder anderen funktionalen Polymeren wurde weggelassen. Diese Membranen wurden wie oben beschrieben mit Heparin behandelt. Es wurde kein Oberflächen-gebundenes Heparin nachgewiesen.

Beispiel 3 Herstellung aminierter Celluloseacetatmembranen gemäß Verfahren B

Beispiel 1 wurde wiederholt, aber die Gußlösung, Polymin P (BASF, 1%), wurde hinzugegeben und das Koagulationsbad war Wasser. Die Heparinisierung der Membran gemäß Beispiel 1 ergab eine heparinisierte Membran mit einer Oberflächendichte von 8,8 &mgr;g Heparin/cm2.

Beispiel 4 Herstellung aminierter Polysulfonmembranen gemäß Verfahren B

Beispiel 2 wurde wiederholt, aber die Gußlösung, Polymin P (1%), wurde hinzugegeben und das Koagulationsbad war Wasser. Die Heparinisierung der Membran gemäß Beispiel 1 ergab eine heparinisierte Membran mit einer Oberflächendichte von 2,9 &mgr;g Heparin/cm2.

Die Beispiele 1 bis 4 zeigen, daß durch das Praktizieren dieser Erfindung Aminogruppen zum Koppeln einer wesentlichen Menge an Heparin auf den Oberflächen der Membranen zur Verfügung gestellt werden.

Beispiel 5 Leck-Test heparinisierter Membranen

Die heparinisierten Membranen der Beispiele 3 und 4 wurden mit einer Albuminlösung über 24 Stunden behandelt, gut mit Wasser gespült und auf Heparin untersucht. Der Heparingehalt war 7,6 bzw. 2,8 &mgr;g/cm2, was eine minimale oder überhaupt keine Ausleckung des immobilisierten Heparins anzeigte.

Beispiel 6 Herstellung von Celluloseacetatmembranen enthaltend Anhydridogruppen gemäß Verfahren B

Beispiel 1 wurde wiederholt, aber die Gußlösung enthielt Polymaleinanhydrid (1%, Polysciences Inc.). Das Koagulationsbad war Wasser, welches 1,3-Diaminopropan (1% G/G) enthielt. Die Heparinisierung der Membran gemäß Beispiel 1 ergab eine heparinisierte Membran mit einer Oberflächendichte von 1,9 &mgr;g Heparin/cm2.

Beispiel 7 Herstellung aminierter Celluloseacetat-Hohlfasermembranen gemäß Verfahren A

Eine Spinnlösung wurde durch das Lösen von 25 g Celluloseacetat in 75 g eines Gemisches aus Dimethylformamid und Formamid in einem Verhältnis von 5 : 1 hergestellt. Die Spinnlösung wurde bei einer Rate von 4 cm3/min in die ringförmige Öffnung einer Düse (innerer Durchmesser des Rings 0,3 mm, äußerer Durchmesser des Rings 0,5 mm) injiziert. Die Düse wurde 2 cm über dem Koagulationsbad (Wasser) plaziert. Durch die Röhre, die in der Mitte der Öffnung positioniert war (äußerer Durchmesser des Röhrchens 0,3 mm, innerer Durchmesser des Röhrchens 0,15 mm), wurde die Kernflüssigkeit, die eine 1%ige wäßrige Lösung von Polymin SN war, hindurchgepumpt. Die austretende Hohlfaser bewegte sich bei einer Rate von 9 m/min durch das Koagulationsbad; vom Ausfluß des Koagulationsbades aus wurde die Hohlfaser in das Waschbad geleitet und danach wurde sie auf eine Spule aufgewickelt, die in einem zweiten Waschbad rotierte.

Die Hohlfasern wurden in Bündel geschnitten, in eine 10% Lösung Glycerol über mehrere Stunden eingetaucht und dann getrocknet und in Plastikbehältnissen einer solchen Art eingeschlossen, die für gewöhnlich für Dialyseeinheiten verwendet werden, mit einer Länge von 6 cm bzw. 1 cm im Durchmesser. Der Oberflächenbereich der Membran betrug 36 cm2.

Heparinisierung der aminierten Hohlfasern

Eine Hohlfaser-Dialyseeinheit, die wie beschrieben hergestellt wurde, wurde im wesentlichen gemäß Beispiel 1 heparinisiert. Um eine Heparinoberfläche an den Enden und den klebrigen Oberflächen zu erhalten, wurden sie mit Polymin SN in Wasser behandelt, wie im wesentlichen in EP 86187B2 beschrieben, bevor die Hämofiltrationseinheit zusammengebaut und heparinisiert wurde. Die Menge des Oberflächen-gebundenen Heparins auf den Fasern der heparinisierten Einheit betrug 3,6 &mgr;g/cm2.

Dieses Beispiel zeigt, daß Heparin an Hohlfasern gekoppelt werden kann, die erfindungsgemäß hergestellt werden.

Beispiel 8 Blutkompatibilitätstest der heparinisierten Hohlfaser-Filtrationsmodule (Ratte)

Heparinisierte Hohlfaser-Minimodule wurden gemäß Beispiel 7 hergestellt, um Minifilter einer Größe zu erhalten, die für Experimente in Ratten geeignet ist. Die Koagulationskompatibilität der Filter wurde in einem Rattenmodell unter Verwendung eines Blutdruckabsenkens über dem Filter als Maßstab der Koagulation (Klumpenbildung) in dem Filter zu untersuchen. Sprague-Dawley-Ratten, die 325–420 g wogen, wurden mit Inactin (Thiobarbiturat 120 mg/kg Körpergewicht) anästhesiert. Heparinisierte Polyethylenkatheter (im wesentlichen heparinisiert, wie in EP 86187B2 beschrieben) wurden in die V. jugularis sin und A. carotis dx inseriert. Der Katheter aus A. carotis dx. wurde mit einer peristaltischen Pumpe (Ismatec Mölnlycke, Schweden) verbunden, die so kalibriert war, daß sie einen Blutfluß von 2,0 ml/min erreichte. Eine Minifiltereinheit wurde mit der Pumpe verbunden und mit dem Katheter, der in die V. jugularis sin inseriert war. Die Filtratseite des Filtermoduls wurde mit Kochsalzlösung gefüllt und die Filtratporti wurden verschlossen. Gould P 23 ID-Meßfühler für die Druckmessungen wurden mit dem extrakorporalen Blutkreislauf direkt vor und nach dem Filtermodul verbunden, und ein Druckabsinken über dem Filter wurde kontinuierlich unter Verwendung eines Grass-Polygrad-Modells 7A überwacht. Alle Blut kontaktierenden Röhren und Verbindungsstücke in dem Kreislauf waren im wesentlichen gemäß EP 86187B2 heparinisiert. Es wurde kein Heparin systemisch injiziert.

Der Druckunterschied über die Minifilter mit Fasern gemäß der Erfindung war konstant bei 10 bis 30 mm Hg (was auf eine nicht signifikante Aktivierung der Koagulation hinwies) über 50 bis 75 Minuten (typischerweise 60 Minuten), worauf ein abrupter Anstieg des Drucks auf bis zu 400 mg Hg auftrat, was darauf hinwies, daß eine Klumpenbildung in dem Filtermodul auftrat, und das Experiment wurde unterbrochen.

Kontrollexperimente unter Verwendung des oben beschriebenen Rattenmodells wurden mit Minifiltern durchgeführt, die aus Hohlfasern gemacht wurden, die gemäß Beispiel 7 hergestellt wurden, aber bei denen Polymin SN in der Kernflüssigkeit ausgeschlossen wurde und das Heparinisierungsverfahren weggelassen wurde. Der Druckunterschied über den Filtern fing sofort nach Beginn des Rattenexperiments an zu steigen, was auf eine sofortige Aktivierung der Koagulation und Klumpenbildung hinwies. Typische Werte waren 50, 100 und 150 bis 200 mm Hg nach 10, 15 bzw. 20 Minuten nach Beginn des Experiments. Nach 40 bis 50 Minuten betrug der Druckunterschied 400 mm Hg, was eine starke Klumpenbildung in dem Filtermodul anzeigte.

Nach dem Experiment wurden die Filtermodule ausgebaut, mit Salzlösung gespült und untersucht. Die Klumpenbildung wurde hauptsächlich an den Eingangsöffnungen aber auch bei den Ausgängen sowohl der Kontrollfilter und der Filter mit den erfindungsgemäß hergestellten Fasern beobachtet. Das Spülen des Blutes in den Kontrollfasern mit Salzlösung konnte aufgrund der massiven Klumpenbildung in den Fasern nicht durchgeführt werden. Das Blut in den erfindungsgemäß hergestellten Fasern wurde leicht mit Salzlösung ausgespült, und nach dem Spülen gab es kein Anzeichen einer Klumpenbildung in den Fasern.

Blutproben wurden direkt vor, 1,5 und 10 Minuten nach dem Beginn des Experiments entnommen und direkt nach dem Experiment. Die zitrierten Blutproben wurden sofort zentrifugiert, um plättchenarmes Plasma zu erhalten, und wurden bei –20°C bis zur Analyse aufbewahrt. Die Plasmaproben wurden auf Heparinaktivität untersucht unter Verwendung eines Tests, der auf der Inhibierung von Thrombin beruht. Der Test verwendet das chromogene Substrat 5-2238 (Chromogenix, Mölndal, Schweden) und hat ein Detektionsniveau von 0,02 IE/ml (T. Mätzsch et al., Blood Coagulation and Fibrinolysis, 1991, 2, 651–657). Es konnte keine Heparinaktivität in irgendeiner der Plasmaproben nachgewiesen werden, was die in vivo Stabilität der Heparinbindung gemäß der vorliegenden Erfindung beweist. Es konnte weiter zeigen, daß die verbesserte Leistung der heparinisierten Filter nicht auf dem Auslecken des Heparins in den Blutkreislauf beruht, sondern durch die verbesserte Biokompatibilität verursacht wird, die der vorliegenden Erfindung zuzuschreiben ist.

Beispiel 9 Blutkompatibilitätstest heparinisierter Hohlfaser-Filtrationsmodule (Schwein)

Hohlfasermodule von voller Größe mit einem Oberflächenbereich von 0,72 m2 wurden gemäß Beispiel 7 hergestellt. Für das Experiment wurde ein Schwein mit einem Körpergewicht von 37 kg verwendet. In beide Leistengegenden des Tiers wurde 10 Fr Polyurethankatheter in die Hüftarterie und die Hüftvene inseriert. In die Katheter der linken Leistengegend wurde ein heparinisierter Filter, der gemäß Beispiel 7 hergestellt wurde, über ein PVC-Röhrenset verbunden. Mit dem Kathetern der rechten Leistengegend wurde ein Filter der gleichen Größe aber mit Fasern aus nicht heparinisiertem, nicht aminiertem Celluloseacetat auf gleiche Weise verbunden. Alle anderen Bestandteile in dem Kreislauf waren heparinisiert, wie im wesentlichen in EP 86187B2 beschrieben. Es wurde keine externe Pumpe verwendet, so daß die Antriebskraft der arterielle Druck des Schweins war. Während des Experiments wurde der Druck vor und nach beiden Filtermodulen mit einem Grass-Polygrafen aufgezeichnet. Der Blutfluß durch die Filtermodule wurde mit einem schallnahen T101-Flowmeter gemessen, das mit einer Stromzangensonde ausgerüstet ist. Aufgrund der großen Größe der Filtermodule konnte der Entwicklung von Blutverklumpungen an den Ein- und Ausgängen mit dem Auge gefolgt werden. Es wurde kein Heparin oder andere Antikoagulationsmittel bei dem Experiment verabreicht.

An dem heparinisierten Filtermodul konnten nach 5,5 Stunden kleine Blutklumpen am Ausgang erkannt werden, wobei der Fluß konstant blieb. Beim Eingang wurden keine Blutklumpen beobachtet. Das Experiment wurde wie beabsichtigt nach 9 Stunden beendet. Die Klumpen waren etwas in der Größe angestiegen und der Fluß war um 25% reduziert. Der erste Blutklumpen trat nach 1 Stunde beim Ausgang und nach 2,5 Stunden am Eingang der nicht heparinisierten Kontrollfiltermodule auf. Nach 3 Stunden begann der Blutfluß schnell zu sinken und nach 4 Stunden betrug er nur noch 25% der ursprünglichen Blutflusses. Zu diesem Zeitpunkt wurde das Filtermodul vollständig mit Blutklumpen verschlossen, der Fluß stoppte und das Filtermodul wurde entfernt.

Dieses Experiment zeigt die verbesserte Blutkompatibilität eines Hohlfaser-Hämofiltrationsmoduls, das erfindungsgemäß hergestellt wurde, mit voller Größe.

Beispiel 10 Permeabilitätsstudien heparinisierter Hohlfasermembranen

Heparinisierte Minifiltereinheiten für Rattenexperimente wurden gemäß Beispiel 7 hergestellt. Nicht heparinisierte Minifilter ohne Polyethylenimin in den Fasern wurden gemäß Beispiel 7 für die Kontrollexperimente hergestellt. Die Diffusionsausscheidung, die Ultrafiltrationsraten und die Siebkoeffzienten der Minifilter wurden in anästhesierten und nephrektomierten Sprague-Dawley-Ratten im wesentlichen unter Verwendung des gleichen experimentellen Ansatzes, der in Beispiel 8 beschrieben wurde, untersucht, aber es wurden 100 IE an Heparin i. v. direkt vor dem Beginn des Experiments an die Ratte verabreicht. Die Siebkoeffizienten betrugen 1,0 für Harnstoff und Creatinin sowohl bei heparinisierten (n = 3) und nicht heparinisierten (n = 2) Filtern, und die Ultrafiltrationsraten waren ebenfalls bei den Filtern ähnlich. Die Diffusionstransport wurde im Hinblick auf die Ausscheidung von Harnstoff, Creatinin und Inulin bei heparinisierten (n = 4) und nicht heparinisierten (n = 3) Filtern untersucht. Die Mittelwerte ± S. D. bei heparinisierten und nicht heparinisierten Filtern betrugen 0,47 ± 0,07 ml/min bzw. 0,44 ± 0,08 ml/min für Harnstoff: 0,34 ± 0,08 ml/min bzw. 0,31 ± 0,04 ml/min für Creatinin und 0,22 ± 0,08 ml/min bzw. 0,16 ± 0,04 ml/min für Inulin. Als Schlußfolgerung kann eine Heparinisierung der Hohlfasern erfindungsgemäß ohne signifikante Veränderungen der Eigenschaften der Fasern in Bezug auf die Konvektions- und Diffusionstransporte von Metaboliten erreicht werden.


Anspruch[de]
  1. Oberflächen-modifizierte Membran, die im Kontakt mit Körperflüssigkeiten oder Gewebe verwendet wird, dadurch gekennzeichnet, daß sie einschließt:

    (a) mindestens ein Oberflächen-modifizierendes Polymer, inkorporiert in das Membranmaterial während der Membranbildung, um funktionelle Gruppen auf der Membranoberfläche in ausreichend großer Menge zu bilden, diese erlauben, eine adäquate Zahl einer antithrombotischen Verbindung zu koppeln, um die Aktivierung der Verteidigungssysteme des Körpers zu verhindern oder die Inaktivierung von Verbindungen, die in solchen Verteidigungssystemen gebildet werden, zu verhindern, wobei das Oberflächenmodifizierende Polymer ausgewählt ist aus Polyaminen, Polyanhydriden, Polycarbonsäuren, Polyisocyanaten, Polyepoxiden, Polycarbodiimiden, Polyalkoholen und Polysacchariden, und

    (b) eine antithrombotische Verbindung, die auf der Membran durch Koppeln an die funktionellen Gruppen auf der Membranoberfläche immobilisiert ist.
  2. Oberflächen-modifizierte Membran gemäß Anspruch 1, wobei das Oberflächen modifizierende Polymer funktionelle Gruppen, ausgewählt aus Amin-, Anhydrid-, Carboxy-, Isocyanat-, Epoxy-, Carbodiimid-, Sulfonsäure- und Hydroxygruppen, umfaßt.
  3. Oberflächen-modifizierte Membran gemäß Anspruch 1, wobei das Oberflächenmodifizierende Polymer ein polymeres Amin mit einem Molekulargewicht von etwa 25.000 ist.
  4. Oberflächen-modifizierte Membran gemäß Anspruch 3, wobei das Oberflächenmodifizierende Polymer Polyethylenimin ist.
  5. Oberflächen-modifizierte Membran gemäß einem der vorherigen Ansprüche, wobei das Membranmaterial Cellulose, Celluloseacetat, Polysulfon, sulfoniertes Polysulfon, Polyamid, Polyacrylnitril oder Polymethylmethacrylat umfaßt.
  6. Oberflächen-modifizierte Membran gemäß einem der vorherigen Ansprüche, wobei das antithrombotische Mittel Heparin ist.
  7. Oberflächen-modifizierte Membran gemäß einem der vorherigen Ansprüche, wobei die Membran in Form einer Hohlfaser ist.
  8. Verfahren zur Herstellung einer Oberflächen-modifizierten Membran mit an funktionelle Gruppen auf der Membranoberfläche gekoppelter antithrombotischer Verbindung, umfassend die Schritte:

    (a) Herstellung einer Membran aus einer Gußlösung, umfassend ein membranbildendes Polymer und

    (b) Präzipitieren des membranbildenden Polymers in einem Koagulationsbad, wobei das Oberflächen-modifizierende Polymer aus Polyaminen, Polyanhydriden, Polycarbonsäuren, Polyisocyanaten, Polycarbodiimiden, Polyalkoholen und Polysacchariden ausgewählt ist, und

    (c) anschließendes Koppeln eines antithrombotischen Mittels, das in der Lage ist, mit dem Verteidigungssystem des Körpers zu interagieren, um die Aktivierung des Verteidigungssystems zu verhindern oder um das Inaktivieren von durch das Verteidigungssystem gebildeten Verbindungen zu verhindern, an funktionelle Gruppen auf der Oberfläche der Membran.
  9. Verfahren gemäß Anspruch 8, wobei das Oberflächen-modifizierende Polymer funktionelle Gruppen, ausgewählt aus Amin-, Anhydrid-, Carboxy-, Isocyanat-, Epoxy-, Carbodiimid-, Sulfonsäure- und Hydroxygruppen, umfaßt.
  10. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 8 bis 9, wobei die Konzentration des Oberflächen-modifizierenden Polymers in der Gußlösung oder in dem Koagulationsbad zwischen 0,5 und 4% ist.
  11. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 8 bis 10, wobei das membranbildende Polymer Cellulose, Celluloseacetat, Polysulfon, sulfoniertes Polysulfon, Polyamid, Polyacrylnitril oder Polymethylmethacrylat umfaßt.
  12. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 8 bis 11, wobei die antithrombotische Verbindung Heparin ist.
  13. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 8 bis 12, wobei die Membran in Form einer Hohlfaser hergestellt wird.
Es folgt kein Blatt Zeichnungen






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