PatentDe  


Dokumentenidentifikation DE102004029112B4 21.06.2007
Titel Alkoholdehydrogenase zur stereoselektiven Gewinnung von Hydroxyverbindungen
Anmelder Julich Chiral Solutions GmbH, 52428 Jülich, DE
Erfinder Daußmann, Thomas, Dr., 40219 Düsseldorf, DE;
Hennemann, Hans-Georg, Dr., 50181 Bedburg, DE
Vertreter Patentanwälte Leifert & Steffan, 40213 Düsseldorf
DE-Anmeldedatum 11.06.2004
DE-Aktenzeichen 102004029112
Offenlegungstag 05.01.2006
Veröffentlichungstag der Patenterteilung 21.06.2007
Veröffentlichungstag im Patentblatt 21.06.2007
IPC-Hauptklasse C12N 15/53(2006.01)A, F, I, 20051017, B, H, DE
IPC-Nebenklasse C12N 9/04(2006.01)A, L, I, 20051017, B, H, DE   C12N 15/63(2006.01)A, L, I, 20051017, B, H, DE   C12P 7/02(2006.01)A, L, I, 20051017, B, H, DE   

Beschreibung[de]

Die vorliegende Erfindung betrifft ein DNA-Molekül, das für eine NADP-abhängige Alkoholdehydrogenase kodiert, einen Vektor, der mindestens eine Kopie der DNA-Sequenz enthält, und prokaryontische oder eukaryontische Wirtszellen, die mit der DNA-Sequenz transformiert oder transfiziert sind. Die Erfindung betrifft auch die NADP-abhängige Alkoholdehydrogenase, ein Verfahren zur Herstellung und die Verwendung der Alkoholdehydrogenase zur stereoselektiven Herstellung von sekundären Alkoholen.

Alkoholdehydrogenasen sind eine gut bekannte Klasse von Enzymen, mit denen Ketoverbindungen enzymatisch zu Alkoholen reduziert werden können.

Die Gewinnung optisch aktiver organischer Verbindungen, z. B. von Alkoholen und Aminen, auf biokatalytischem Weg gewinnt zunehmend an Bedeutung. Als ein Weg zur großtechnischen Synthese dieser Verbindungen ist der gekoppelte Einsatz zweier Dehydrogenasen unter Cofaktorregenerierung aus der DE 197 53 350 A1 bekannt.

Die In-sito-Regeneration von NADPH mit einer NADP-abhängigen Glukose-Dehydrogenase, Glukose-6-Phosphatdehydrogenase oder anderen NADP-abhängigen Oxidoreduktasen bietet sich hier an (vgl. Y. Yasohara, N. Kizaki, J. Hasegawa, M. Wada, M. Kataoka und S. Shimizu, Tetrahedron: Asymmetry 12 (2001) 1713-1718).

Alkoholdehydrogenasen (ADHs) sind in diesem Zusammenhang interessant, erlauben sie doch in einem gleichgelagerten gekoppelten enzymatischen System u.a. die Herstellung von enantiomer angereicherten Alkoholen ausgehend von Ketonen durch enantioselektive Reduktion, oder aus racemischen Alkoholen durch kinetische Racematspaltung (DE 100 37 101; als aktuelle, umfassende Übersicht zum Stand der Technik siehe: W. Hummel, Adv. Biochem. Engineering/Biotechnology 1997, 58, 145-184).

Ebenfalls viel genutzt ist die substratgekoppelte Cofaktorregenerierung, die ohne eine zweite Dehydrogenase auskommt. Der Cofaktor wird hier durch die zum gewünschten Umsatz erforderliche Alkoholdehydrogenase unter Verwendung eines im Überschuß zugesetzten Zweitsubstrates (beliebiger Alkohol wie z.B. Isopropanol und Ethanol) in umgekehrter Syntheserichtung regeneriert (vgl. W. Stampfer, B. Kosjek, C. Moitzi, W. Kroutil and K. Faber Angew Chem Int Ed Engl. 2002 Man 15;41(6):1014-7). ADHs werden in die Klasse E.C. 1.1.1.1 bzw. E.C.1.1.1.2 eingeteilt und gehören damit zu den sogenannten Oxidoreduktasen. Sie finden sich in einer Reihe von Organismen (Enzyme Catalysis in Organic Synthesis, Ed.: K. Drauz and H. Waldmann, 1995, VCH, Vol. II. 595ff).

Interessant sind „Breitbandenzyme", die stereoselektiv ein breites Spektrum an Substraten umsetzen.

Kommerziell erhältlich für die präparative Anwendung im Labormaßstab sind z.B. die ADH aus Hefe (YADH), aus Pferdeleber (HLADH) und aus Thermoanaerobacter brokii bzw. Thermoanaerobium brockii, die zur Herstellung von Alkoholen verwendet werden. Daneben gibt es eine Reihe weiterer ADHs zum käuflichen Erwerb, die aber eher, wie der Name schon sagt, spezielle Substrate umsetzen, wie z.B. einige Steroid-Dehydrogenasen, die bevorzugt Alkoholgruppen an Steroid-Strukturen umsetzen oder Glycerol-Dehydrogenasen, die Glycerin umsetzen oder letztlich auch Zucker umsetzende Enzyme wie die schon genannte Glucose-Dehydrogenase.

Die meisten der bislang literatur-bekannten ADHs sind „S-spezifisch" (wobei sich die Bezeichnung S und R aus formellen Gründen der Nomenklatur manchmal auch umkehren kann). Dagegen sollen die ADHs aus den Lactobacillus-Stämmen R-spezifisch sein (siehe C.W. Bradshaw, W. Hummel, C.-N. Wong, J. Org. Chem. 1992, 57, 1532.) sowie eine weitere literaturbekannte aus Pseudomonas (P. Hildebrandt, T. Riermeier, J. Altenbuchner, U. T. Bornscheuer, Tetrahedron: Asymmetry 2001, 12, 1207.), die von der Arbeitsgruppe Altenbuchner und Bornscheuer kürzlich beschrieben wurde. Der Arbeitskreis um Keinan und Lamed berichtete zudem über eine ADH aus Thermoanaerobium brockii (E. Keinan, E. K. Hafeli, K. K. Seth, R. Lamed, J. Am. Chem. Soc. 1986, 108, 162.) die für kleine Substrate eine(R)-Spezifität zeigt, für größere Substrate dagegen (S)-spezifisch ist.

Die in dieser Erfindung beschriebene ADH T ist (S)-selektiv. Bei den (S)-spezifischen Alkoholdehydrogenasen sind zwar eine Reihe von Vertretern bekannt, wobei deren technische Eignung zumeist sehr beschränkt ist. Dies dokumentiert nicht zuletzt die kaum vorhandenen industriellen Nutzungsverfahren mit solchen Enzymen im Gegensatz zu der Vielzahl an bekannten ADHs. Die (S)-ADH aus Hefe ist zwar ein preiswertes NADH-abhängiges Enzym, setzt aber bevorzugt primäre Alkohole um, so daß sie für die Herstellung chiraler Alkohole wenig Bedeutung hat.

Die NADH-abhängige (S)-ADH aus Pferdeleber (HLADH) stellt zweifelsohne die bislang gerade im akademischen Bereich am häufigsten angewendete Alkoholdehydrogenase dar, wie die Vielzahl an Publikationen mit diesem Enzym verdeutlicht (siehe z.B. Übersicht in: K. Faber, Biotransformations in Organic Chemistry, 4. Ausgabe, Springer-Verlag, 2000, p. 184f). Leider kommt dieses Enzym für eine technische Nutzung aufgrund der mangelnden Verfügbarkeit kaum in Frage. (S)-ADH aus Pferdeleber ist sehr teuer (1U ca. 0,5 Euro), da sie bisher nicht rekombinant verfügbar ist.

Das Substratspektrum umfaßt zudem bevorzugt cyclische Ketone, sie setzt keine Ketone mit aromatischen Seitenketten um (Typ Acetophenon). Diese Substanzklasse der aromatischen Ketone besitzt aber gerade aus industrieller Sicht hohe Bedeutung aufgrund deren Vielzahl an Anwendungen als Schlüsselintermediate im pharmazeutischen Bereich (für ausgewählte Beispiele, siehe: a) R.A. Holt, S. R. Rigby (Zeneca Limited), US 5580764, 1996; b) T.J. Blacklock, P. Sohar, J.W. Butcher, T. Lamanec, E.J.J. Grabowski, J. Org. Chem. 1993, 58, 1672-1679; c) R.A. Holt, Chimica Oggi – Chemistry Today 1996, 9, 17-20; d) F. Bracher, T. Litz, Arch. Pharm. 1994, 327, 591-593; e) S.Y. Sit, R.A. Parker, I. Motoc, W. Han, N. Balasubramanian, J. Med. Chem. 1990, 33, 2982-2999; f) A. Zaks, D.R. Dodds, Drug Dicovery Today 1997, 2, 513-530).

Die NADP-abhängige ADH (TBADH) aus Thermoanaerobacter brockii bzw. Thermoanaerobium brockii ist rekombinant verfügbar. Der Preis für NADP ist etwa 3-4 mal so hoch wie der für NAD. Die Kosten des Cofaktors bei Verwendung eines geeigneten Regenerationssystems sind dennoch akzeptabel. Das Substratspektrum der TBADH beschränkt sich jedoch auf aliphatische Ketone. Es werden beispielsweise keine Ketone mit aromatischen Seitenketten (Typ Acetophenon) umgesetzt.

Eine weitere gut verfügbare (S)-selektive ADH stellt das Enzym aus Rhodococcus erythropolis dar (DE 42 09 022.9, WO03/091423). Es wird hier ein breites Substratspektrum akzeptiert. Nachteil dieser ADH für eine technische Anwendung ist allerdings die Notwendigkeit einer enzymgekoppelten Cofaktorregenerierung. Ein preiswertes Zweitsubstrat wie beispielsweise Isopropanol kann nicht eingesetzt werden.

Dagegen kann bei der (S)-ADH aus Rhodococcos ruber (W. Stampfer, B. Kosjek, C. Moitzi, W. Kroutil and K. Faber, Angew Chem Int Ed Engl. 2002 Mar 15;41(6):1014-7) erfolgreich der substratgekoppelte Weg zur Cofaktorregenerierung beschritten wegen. Hier ist der wesentliche Nachteil in einer technischen Umsetzung in der limitierten Verfügbarkeit des Enzyms zu sehen, bisher kann das Enzym nur aus dem Wildtyp hergestellt werden, eine Klonierung und Überexpression war bisher nicht erfolgreich.

Offensichtlich besteht daher noch immer Bedarf an der Bereitstellung industriell interessanter ADHs ohne die oben genannten Nachteile.

Es ist Aufgabe der vorliegenden Erfindung, eine neue stereoselektive Alkoholdehydrogenase und die für ihre rekombinante Herstellung notwendige DNA anzugeben.

Diese Aufgabe wird gelöst durch ein DNA-Molekül gemäß Anspruch 1 und eine Alkoholdehydrogenase gemäß Anspruch 5 und Anspruch 6.

Die erfindungsgemäße DNA stammt aus Thermoanaerobacter species.

Ausgehend von der Sequenz kann die DNA in bekannter Weise synthetisiert werden. Besonders geeignet sind hierzu automatisierte Festphasenmethoden, bei denen aktivierte Monomere aufeinanderfolgend an eine wachsende Kette addiert werden, die an eine unlösliche Matrix gebunden ist. Reaktive Gruppen, die während der Synthese nicht reagieren sollen, werden durch Schutzgruppen blockiert. Nach der vollständigen Synthese der DNA-Kette werden die Schutzgruppen abgespalten und der DNA-Strang von der Matrix abgelöst.

DNA-Moleküle mit einer vorgegebenen Sequenz sind auch kommerziell erhältlich. Sie werden von Firmen hergestellt, die sich auf die Herstellung beliebiger Sequenzen spezialisiert haben. Es ist also nicht mehr erforderlich, den Ausgangsorganismus zur Verfügung zu haben, um zu einem DNA-Molekül zu gelangen.

Die erfindungsgemäße Alkoholdehydrogenase ist thermostabil und wird im Folgenden auch als ADH T bezeichnet. Das beschriebene Enzym setzt (S)-selektiv sowohl aliphatische Alkohole, Ketone und Diketone, als auch solche mit aromatischen Seitenketten (Typ Acetophenon) um.

Seine Thermostabilität ermöglicht Umsetzungen in einem weiten Temperaturbereich zwischen 30° und 70°C. Die Reaktionstemperatur kann durch die Verwendung einer thermostabilen Glucose-Dehydrogenase quasi ohne Rücksicht auf die Enzyme gewählt werden. Durch die Lösungsmitteltoleranz der ADH T ist die Cofaktorregenerierung jedoch auch substratgekoppelt, z.B. durch den Einsatz von Isopropanol, möglich.

Die Verwendung der erfindungsgemäßen Alkoholdehydrogenase wird schematisch in der folgenden gezeigt.

Aus dem US-Patent US 5 908 924 A1 ist eine Alkoholdehydrogenase aus Thermoanaerobacter ethanolicus 39E bekannt, deren DNA-Sequenz und Aminosäuresequenz eine gewisse Homologie zu dem erfindungsgemäßen DNA-Molekül und der erfindungsgemäßen ADH T aufweisen. Die in dem genannten US-Patent beschriebenen und beanspruchten DNA-Moleküle sind nicht Gegenstand der vorliegenden Erfindung, und die erfindungsgemäße Alkoholdehydrogenase ADH T weist gegenüber der Alkoholdehydrogenase aus Thermoanaerobacter ethanolicus 39E erhebliche nicht vorhersehbare Vorteile auf, wie im Folgenden durch Vergleichsversuche gezeigt wird.

Die vorliegende Erfindung betrifft auch einen Vektor, der mindestens eine Kopie der DNA-Sequenz nach Anspruch 1 enthält sowie eine prokaryontische oder eukaryontische Wirtszelle, die mit einer DNA-Sequenz nach Anspruch 1 in einer Weise transformiert oder transfiziert ist, die es der Wirtszelle erlaubt die genannte Alkoholdehydrogenase zu exprimieren. Der Wirt ist vorteilhaft ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae, Pichia pastoris und Bacillus subtilis.

Grundsätzlich können die Fermentation und die Expression zur Gewinnung der erfindungsgemäßen Alkoholdehydrogenase ADH T unter den dem Fachmann bekannten Bedingungen durchgeführt werden, wie sie z. B. von M.I. Viitanen, A. Vasala, P. Neubauer und T. Alatossava in Microbial Cell Factories 2003, 2:2 beschrieben sind. Dieses Vorgehen führt jedoch nur zu schwachen Aktivitätsausbeuten von ca. 200 U/g Zellfeuchtgewicht. Überraschender weise wurde gefunden, dass die Aktivitätsausbeute erheblich gesteigert werden kann, wenn dem Kulturmedium Zinkionen zugesetzt werden. So wurde durch den Zusatz von 1 mM Zinksulfat die Aktivitätsausbeute verzehnfacht. Die Erfindung betrifft daher auch ein Verfahren zur Herstellung der erfindungsgemäßen Alkoholdehydrogenase, bei dem prokaryontische oder eukaryontische Wirtszellen, die mit einer DNA-Sequenz nach Anspruch 1 derart transformiert oder transfiziert worden sind, dass es den Wirtszellen ermöglicht ist, die Alkoholdehydrogenase zu exprimieren, in einem Kulturmedium, das Zinkionen in einer Konzentration von 0,1 bis 5 mM enthält, kultiviert werden und die Alkoholdehydrogenase als Expressionsprodukt der DNA-Sequenz isoliert wird.

Die Bezeichnungen mM bzw. M bedeuten jeweils mmol/l bzw. mol/l.

Die Abhängigkeit der Aktivitätsausbeute von der Zinkkonzentration ist in der folgenden Tabelle 1 dargestellt.

Trotz ihrer Thermostabilität ist die isolierte ADH T unter Standardbedingungen (50 mM Tris-Cl, pH 7.0) nicht lange lagerfähig. Die Halbwertszeit beträgt nur ca. 4 Tage. Durch Zusatz von z.B. NaCl kann die Halbwertszeit auf mehr als 40 Tage gesteigert werden (Tabelle 2).

Der Zusatz von Zinkionen zum präparierten Enzym führt jedoch schnell zu dessen Inaktivierung.

Eine Lagerung bei –20°C zeigte hohe Stabilität über mindestens 3 Monate bei Zusatz von Glycerin, insbesondere in einer Konzentration von 50%.

Ebenfalls als Stabilisator der Enzympräparation im Sinne dieser Anmeldung geeignet sind Glykol, Polyethylenglykol, sowie Zucker wie z.B. Trehalose oder Saccharose und Kombinationen dieser Stoffe für sich oder in Verbindung mit einem Stoff zur geeigneten Erhöhung der Ionenstärke.

Weitere Charakterisierung der rekombinanten ADH T:

Das pH-Optimum wurde mit pH 7.0 festgestellt (Tabelle 3 und 4).

Auch die Thermostabilität ist sehr gut. Die Aktivität der ADH T betrug selbst nach 12 h bei 50°C noch 75% des Ausgangswertes.

Im hier beschriebenen aufgereinigten Zustand setzt sie aliphatische und aromatische Ketone, Aldehyde, 2- bzw. 3-Ketoester und Diketone um. Weitere Daten zum Substratspektrum sind in Tabelle 5 gezeigt.

Interessant ist der Vergleich der Aktivität der ADH T mit der der sekundären Alkoholdehydrogenase aus Thermoanaerobacter ethanolicus 39E (US-A-5,908,924) im Hinblick auf die Umsetzung von Diketonen (Tabelle 6).

Die korrespondierenden Diole spielen eine große Rolle bei der Synthese chiraler Liganden chemischer Homogenkatalysatoren und müssen deshalb von höchster Enantiomeren- und Diastereomerenreinheit sein.

Die Umsetzung des 2,4-Pentandions mit ADH T eignet sich sowohl für die Herstellung des (S)-4-Hydroxy-2-pentanons, als auch des (S,S)-2,4-Pentandiols.

Die Reduktion kann beide Produkte in sehr hoher enantiomerer und diastereomerer Reinheit liefern (Tabelle 7).

Tabelle 7: Gezeigt sind die gefundenen Substrat- und Produktmengenanteile nach 48 h Inkubation bei 30°C in 50 mM Tris/HCl pH 7,0.

Zur Erzeugung des (S)-4-Hydroxy-2-pentanons wurden 5 U/mL Enzym mit durch Isopropanol (10%) substratgekoppelter Cofaktorregenerierung eingesetzt, zur Erzeugung des (S,S)-2,4-Pentandiols 10 U/mL mit durch Glucosedehydrogenase enzymgekoppelter Cofaktorregenerierung.

Der Cofactor ist in beiden Fällen NADP.

Hier zeigt sich, dass die ADH T nicht nur hohe Umsätze erreicht, sondern im Gegensatz zur ADH-TE für die Reduktion des 2,4-Pentandions eine weit bessere Enantio- und Diastereoselektivität besitzt.

2,5-Hexandion wird von der ADH T ebenfalls mit sehr guten Werten für Umsatz und Enantio- bzw. Diastereoselektivität bis zum Diol reduziert (Tabelle 8).

Der ee/de-Wert von 100% bedeutet absolute Enantiomeren- und Diastereomerenreinheit der dargestellten Diole. Mit Hilfe der hier beschriebenen Erfindung läßt sich die ADH T erstmals in ausreichender Menge gewinnen, um enantiomerenreine Diole im Kilogramm-Maßstab herzustellen.

Die durch die Anmeldung beschriebene Verbesserung der Stabilität des isolierten Enzyms steigert die Produktausbeute an chiralen Alkoholen in einer Biotransformation durch ADH T bezogen auf die eingesetzte Enzymmenge deutlich.

Tatsächlich läßt sich zeigen, daß die Enantioselektivität auch bei der Reduktion kritischer Ketone wie 2-Pentanon oder 2-Butanon durch substratgekoppelte Cofaktorregenerierung mit Isopropanol weit besser ist als bei der Verwendung der enzymgekoppelten Cofaktorregenerierung.

Dabei hängt die erreichbare enantiomere Reinheit des Produktes von der Menge des eingesetzten Isopropanols ab (Tabelle 9).

Aktivitätsmessung

Die Aktivitäten wurden durch photometrische Messung der Abnahme des Cofaktors bestimmt. Messansatz: 50 mM Tris-Cl, pH 7,0 mit 10 mM Substrat, 0,2 mM NADPH. Der Meßansatz für ADH-TE enthielt außerdem noch 1 mM MgCl2.

Die Abnahme des NADPH wurde nach Zugabe des Enzyms bei 340 nm für eine Minute verfolgt. Es wurde soviel Enzym zugesetzt, dass die Aktivität zwischen 0,5 und 1,5 U/mL lag und das Messvolumen 1 mL betrug.

1U entspricht der Enzymmenge, die 1 &mgr;mol Substrat pro Minute umsetzt.

Klonierung der Alkohol-Dehydrogenase aus Thermoanaerobacters species

Zur Klonierung der Alkoholdehydrogenase aus Thermoanaerobacter species wurde angenommen, daß die entsprechende Gen-Sequenz der aus den verwandten Organismen Th. ethanolicus, Th. brockii und Th. tengcongensis ähnlich genug ist, um aus deren Sequenzen ein Primer-Paar abzuleiten.

Die abgeleiteten Primersequenzen lauten:

N: CAT ATG AAA GGT TTT GCA ATG CTC AGT ATC GG

C: CTC GAG TTA TGC TAA TAT TAC AAC AGG TTT GAT TAG G

An den N-terminalen Primer wurde eine Nde I Schnittstelle und an den C-terminalen Primer eine Xho I Schnittstelle angehängt, wie in der Sequenz fett hervorgehoben.

Die Primer wurden nach Verdünnung auf 100 pmol/&mgr;l mit der T4-Polynucleotidkinase von Roche phosphoryliert.

Gewinnung genomische DNA und PCR

Von frisch fermentierter Biomasse des Organismus Thermoanaerobacter species wurden 100 mg abgenommen. Die genomische DNA wurde mit den genomic Tips der Firma QIAGEN isoliert.

Die PCR-Reaktion wurde mit einem Programm durchgeführt, das einen Annealing-Gradienten von 10°C um die Kerntemperatur von 55°C enthält.

Die restlichen Parameter wurden wie im Roche-high-fidelity-Prototkoll für Fragmente von ca. 1000 Bp beschrieben gewählt.

Die anschließende Gelelektrophorese zeigte in allen 12 Ansätzen ein PCR-Produkt der erwarteten Größe von ca. 1000 Bp.

Klonierung in pUC 18

Die DNA wurde mit Hilfe der T4-Ligase von Roche in den dem Sma aufgeschnittenen und dephosphorylierten Vector pUC 18 ligiert.

Nach Transformation des Konstruktes in DH5&agr; E. coli, Plasmidisolation und Restriktionsanalyse konnten mehrere Klone mit einem Insert tragenden Vektor identifiziert werden.

Das Konstrukt wurde pUC18[ADH T] genannt. Seine Sequenz wurde bestimmt.

Klonierung in pET24a

Das Gen für die Alkoholdehydrogenase wurde mit den Restriktionsenzymen Nde I und Xho I aus dem Vektor pUC18[ADH T] herausgeschnitten und in den mit den gleichen Enzymen verdauten Vektor pET24a ligiert.

Eine Dephosphorylierung dieses Vektors hat sich bei Vorversuchen als unnötig erwiesen.

Der Ligationsansatz wurde wiederum in DH5&agr; transformiert.

Nach Plasmidisolation und Restriktionsanalyse konnten auch hier mehrere Klone mit dem korrekte Insert isoliert werden.

Das entstandene Konstrukt wurde pET24a[ADH T] genannt und in den Expressions-Host-Stamm Rosetta(DE3)pLacl der Firma Novagen transformiert.

Expressions-Test

Der so erhaltene Stamm pET24a[ADH T] in Rosetta[DE3]pLacl wurde in LB-Medium für fünf Stunden angezogen, mit 0.5 mM IPTG induziert und über Nacht weiter kultiviert.

Die Zellen wurden geerntet, mit Ultraschall in 100 mM Tris-Cl pH 7.5 aufgeschlossen und die Zelltrümmer abzentrifugiert.

Die Aktivität des überproduzierten Proteins wurde mit dem Substrat Aceton mit 5000 U/g Zellfeuchtgewicht festgestellt.

Sequenzanalyse

Die festgestellte DNA-Sequenz wurde mit Hilfe des Programms „Clone" in eine Aminosäuresequenz übersetzt und mit der entsprechenden Sequenz aus Th. ethanolicus verglichen. 4,0 g/L NaH2PO4 × 2 H2O 14,6 g/L K2HPO4 0,5 g/L NH4Cl 2,5 g/L (NH4)2SO4 1,0 g/L (NH4)2H-Citrat 2,0 g/L Na2SO4

Das Medium wurde hitzesterilisiert und je 2 mL/L 1 M MgSO4 und Spurenelementlösung aus 0,74 g/L CaCl2 × 6 H2O 0,18 g/L ZnSO4 × 7 H2O 0,1 g/L MnSO4 × H2O 20,1 g/L Na2-EDTA 16,7 g/L FeCl3 × 6 H2O 0,1 g/L CuSO4 0,104 g/L CoCl2
sowie 34 mg/L Thiamin zugesetzt. Als Kohlenstoffquelle dienten 20 g/L Glucose.

Zur Fermentation eines zur Überproduktion der ADH T befähigten Bakteriums, in diesem Fall E. coli, wurde nun noch Zn2SO4 in Konzentrationen zwischen 0 mM und 3 mM zugesetzt.

Das Medium wurde angeimpft und die Sauerstoffsättigung durch geeignete Regulation der Rührerdrehzahl und Begasungsrate auf über 30% gehalten. Nach Verbrauchen der Kohlenstoffquelle wurde Glucose aus einem Feedgefäß nachdosiert, so dass die Sauerstoffkonzentration 30% nicht überstieg.

Der Feed bestand aus dem oben genannten Mineralmedium mit 2 mL/L 1 M MgSO4, 2 mL/L Spurenelementlösung, 34 mg/L Thiamin und 660 g/L Glucose (M.I. Viitanen, A. Vasala, P. Neubauer and T. Alatossava, Microbial Cell Factories 2003, 2:2).

Enzympräparation:

Die gewonnene Zellmasse wurde in 50 mM Tris-Cl pH 7.0, 1 M NaCl 10 %ig resuspendiert und im Homogenisator aufgeschlossen. Anschließend erfolgte ein Hitzedenaturierungsschritt im Wasserbad für 7.5 min bei 70°C. Die denaturierten Proteine und Zelltrümmer wurden abzentrifugiert.

Der Überstand wurde auf eine Aktivitätskonzentration von 1000 U/mL aufkonzentriert, auf 50 %ige Glycerinkonzentration gebracht und bei –20°C gelagert.

Zur Isolierung der Alkoholdehydrogenase werden bei dem erfindungsgemäßen Verfahren die Wirtszellen vorteilhaft in einem Medium, das Ionen, die ausgewählt sind aus der Gruppe bestehend aus Ionen der Elemente der ersten und zweiten Hauptgruppe des Periodensystems, Ammoniumionen und Eisenionen, in einer Konzentration von wenigstens 0,2 M enthält, homogenisiert und/oder hitzedenaturiert.

Die Erfindung betrifft auch die Verwendung der Alkoholdehydrogenase ADH T zur stereoselektiven Gewinnung von Hydroxyverbindungen durch enzymatische Reduktion von Ketoverbindungen mittels der Alkoholdehydrogenase in einem Medium, das Ionen, die ausgewählt sind aus der Gruppe bestehend aus Ionen der Elemente der ersten und zweiten Hauptgruppe des Periodensystems, Ammoniumionen und Eisenionen, in einer Konzentration von wenigstens 0,2 M enthält.

Vorteilhafte Ausgestaltungen der Verwendung ergeben sich aus den Ansprüchen 10 und 11.


Anspruch[de]
Ein DNA-Molekül, das für eine NADP-abhängige Alkoholdehydrogenase kodiert und eine DNA-Sequenz aufweist, die aus folgenden Sequenzen ausgewählt ist oder den komplementären Strängen derselben, und

(b) DNA-Sequenzen, die infolge des genetischen Codes zu DNA-Sequenzen gemäß (a) degeneriert sind und die für die Alkoholdehydrogenase kodieren.
Vektor, dadurch gekennzeichnet, dass er mindestens eine Kopie einer DNA-Sequenz nach Anspruch 1 enthält. Prokaryontische oder eukaryontische Wirtszelle, die mit einer DNA-Sequenz nach Anspruch 1 in einer Weise transformiert oder transfiziert ist, die es der Wirtszelle erlaubt, die genannte Alkoholdehydrogenase zu exprimieren. Wirtszelle nach Anspruch 3, dadurch gekennzeichnet, dass der Wirt ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Escherichia coli, Saccharomyces cerevisiae, Pichia pastoris und Bacillus subtilis. Alkoholdehydrogenase, die durch eine der in Anspruch 1 angegebenen DNA-Sequenzen kodiert wird, auch als Teil von Fusionsproteinen. Alkoholdehydrogenase nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, dass sie nachstehende Aminosäuresequenz oder eine durch Deletion, Insertion und/oder Substitution von bis zu 10 % der Aminosäuren ableitbare Sequenz aufweist. Verfahren zur Herstellung einer Alkoholdehydrogenase nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, dass prokaryontische oder eukaryontische Wirtszellen, die mit einer DNA-Sequenz nach Anspruch 1 derart transformiert oder transfiziert worden sind, dass es den Wirtszellen ermöglicht ist, die Alkoholdehydrogenase zu exprimieren, in einem Kultivierungsmedium, das Zinkionen in einer Konzentration von 0,1 bis 5 mM enthält, kultiviert werden und die Alkoholdehydrogenase als Expressionsprodukt der DNA-Sequenz isoliert wird. Verfahren nach Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, dass zur Isolierung der Alkoholdehydrogenase die Wirtszellen in einem Medium, das Ionen, die ausgewählt sind aus der Gruppe bestehend aus Ionen der Elemente der ersten und zweiten Hauptgruppe des Periodensystems, Ammoniumionen und Eisenionen, in einer Konzentration von wenigstens 0,2 M enthält, homogenisiert und/oder hitzedenaturiert werden. Verwendung der Alkoholdehydrogenase nach Anspruch 5 oder 6 zur stereoselektiven Gewinnung von Hydroxyverbindungen durch enzymatische Reduktion von Ketoverbindungen mittels der Alkoholdehydrogenase in einem Medium, das Ionen, die ausgewählt sind aus der Gruppe bestehend aus Ionen der Elemente der ersten und zweiten Hauptgruppe des Periodensystems, Ammoniumionen und Eisenionen, in einer Konzentration von wenigstens 0,2 M enthält. Verwendung nach Anspruch 9, dadurch gekennzeichnet, dass die Ketoverbindung ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus aliphatischen und aromatischen Ketonen, 2- oder 3- Ketoestern und Diketonen. Verwendung nach Anspruch 9, dadurch gekennzeichnet, dass die Ketoverbindung ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus 2-Butanon, 2-Hexanon, 2-Oktanon, Monochloraceton, Acetaldehyd, 2-Methylbutylraldehyd, Diacetyl, 2,4-Pentandion, 2,5-Hexandion, Ethylacetoacetat, Ethyl 4-Chloracetoacetat, Acetophenon, p-Chloracetophenon, 2-Acetylpyridin, 3-Butyn-2-on, 1,2-Cyclohexandion, Pyruvat, 2-Oxobuttersäure, 4-Chlor-2-Butanon, 4-Hydroxy-2-butanon, 3-Oktanon und Phenacylchlorid.






IPC
A Täglicher Lebensbedarf
B Arbeitsverfahren; Transportieren
C Chemie; Hüttenwesen
D Textilien; Papier
E Bauwesen; Erdbohren; Bergbau
F Maschinenbau; Beleuchtung; Heizung; Waffen; Sprengen
G Physik
H Elektrotechnik

Anmelder
Datum

Patentrecherche

Patent Zeichnungen (PDF)

Copyright © 2008 Patent-De Alle Rechte vorbehalten. eMail: info@patent-de.com