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Dokumentenidentifikation DE102006010994A1 13.09.2007
Titel Verfahren zur enzymatischen Herstellung von chiralen Alkoholen
Anmelder Wacker Chemie AG, 81737 München, DE
Erfinder Pfaller, Rupert, Dipl.-Biochem.-Dr., 80639 München, DE;
Stohrer, Jürgen, Dipl.-Chem.-Dr., 82049 Pullach, DE
Vertreter Potten, H., Dr., 81737 München
DE-Anmeldedatum 09.03.2006
DE-Aktenzeichen 102006010994
Offenlegungstag 13.09.2007
Veröffentlichungstag im Patentblatt 13.09.2007
IPC-Hauptklasse C12P 7/02(2006.01)A, F, I, 20060309, B, H, DE
IPC-Nebenklasse C12P 7/62(2006.01)A, L, I, 20060309, B, H, DE   C12N 9/02(2006.01)A, L, I, 20060309, B, H, DE   
Zusammenfassung Verfahren zuur Herstellung eines chiralen sekundären Alkohols, bei dem eine Biotransformationszusammensetzung, enthaltend ein Keton der Formel (I),
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wobei R1 und R2 verschieden sind und jeweils organischer Rest bedeuten, eine Oxidoreduktase und ein Cosubstrat, zur Reaktion gebracht wird, wobei ein chiraler sekundärer Alkohol entsteht, dadurch gekennzeichnet, dass die Biotransformationszusammensetzung ein Adsorbens enthält, welches mit der Oxidoreduktase assoziiert und welches nach dem Ende der Reaktion von der Biotransformationszusammensetzung abgetrennt wird.

Beschreibung[de]

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zur effizienten enzymatischen Herstellung chiraler Alkohole.

Optisch aktive Hydroxyverbindungen sind wertvolle Synthesebausteine, z. B. bei der Herstellung pharmazeutischer Wirkstoffe oder von Agrochemikalien. Diese Verbindungen sind durch klassische chemische Verfahren oft nur schwer herstellbar, denn die erforderlichen optischen Reinheiten für Anwendungen im pharmazeutischen oder agrochemischen Bereich sind auf diesem Wege nur schwer zu erreichen. Daher werden zur Herstellung chiraler Verbindungen im zunehmenden Maße biotechnologische Verfahren angewendet. Speziell Enzyme, die Carbonylverbindungen reduzieren können, finden wegen ihrer hohen Enantioselektivität vermehrt Verwendung.

Enzyme aus der Klasse der Oxidoreduktasen, die zur Herstellung chiraler Verbindungen durch Reduktion prochiraler Carbonylverbindungen eingesetzt werden, werden mit dem Sammelbegriff Carbonylreduktase (in der Folge „CR") bezeichnet. In der Mehrzahl der Fälle ist das Produkt einer CR-Reaktion ein Alkohol. Es ist aber auch möglich, dass das Produkt einer CR-Reaktion ein Amin ist. Zu den Carbonylreduktasen zählen unter anderem Alkoholdehydrogenasen (in der Folge „ADH"), Aldo-Ketoreduktasen („AKR"), Aldehydreduktasen, Glycerindehydrogenasen und die Fettsäuresynthase (bezeichnet als „FAS"). Aber auch Aminotransferasen oder Aminosäuredehydrogenasen (z. B. Threonindehydrogenase) sind zu den Carbonylreduktasen zu zählen. Diesem breiten Spektrum reduzierender Enzyme ist gemeinsam, dass sie die Elektronen für die Reduktion der Carbonylverbindung aus Redox-Cofaktoren in deren reduzierter Form, üblicherweise NADH oder NADPH, beziehen.

Die Redox-Cofaktoren NADH, bzw. NADPH werden bei der enzymatischen Reduktion stöchiometrisch verbraucht, d.h. sie müssen entweder stöchiometrisch eingesetzt werden oder aber durch Oxidation eines Cosubstrats regeneriert werden (sog. Cofaktor-Regenerierung). Ein Cosubstrat ist dabei definiert als eine Verbindung, die als Reduktionsmittel enzymatisch oxidiert wird, wobei die dabei gewonnenen Elektronen auf NAD, bzw. NADP übertragen werden und somit NADH, bzw. NADPH regeneriert wird.

Diese Biotransformationsverfahren haben in den meisten Fällen den Nachteil einer geringen Wirtschaftlichkeit, indem der Enzymeinsatz sehr hoch ist und die Raum-Zeitausbeuten niedrig. Darüber hinaus wird die wirtschaftliche Effizienz einer Biotransformation oft dadurch beeinträchtigt, dass entweder das Edukt oder das Produkt zur Inaktivierung des Enzyms führt.

Einen Überblick über industriell genutzte Biotransformationen gibt Breuer et al. (2004), Angew. Chem. 116: 806-843.

Beides, Enzymeinsatz und Raum-Zeitausbeute, sind entscheidende Kostenfaktoren, welche die Wirtschaftlichkeit einer Biotransformation bestimmen. Der Stand der Technik stellt derzeit keine allgemein einsetzbaren Verfahren zur Verfügung, mit denen chirale Alkohole auf kostengünstige Weise hergestellt werden können.

Um einen effizienten Enzymeinsatz zu gewährleisten, ist es prinzipiell möglich, das Enzym aus einem Biotransformationsansatz wiederzugewinnen, indem der Reaktionsansatz extrahiert wird, wobei das Enzym in der wässrigen Reaktionsphase verbleibt. Voraussetzung dafür ist jedoch eine hohe Stabilität des Enzyms gegenüber organischen Lösungsmitteln. EP 1568780 offenbart eine Methode zur Rückgewinnung und zum Wiedereinsatz des Enzyms LB-ADH bei der Reduktion von Acetessigsäuremethylester zu (R)-3-Hydroxybuttersäuremethylester, allerdings bei niedrigem Edukteinsatz von 5% (w/v).

Die Erhöhung der Raum-Zeitausbeute ist eine andere Möglichkeit zur Verbesserung der Wirtschaftlichkeit von Biotransformationen. DE 10 2005 038 606 (Bsp. 3) offenbart die Herstellung von (R)-1-Acetoxy-2-Propanol aus Acetoxyaceton bei einer hohen Eduktdosierung von 43% (w/v), jedoch bei hohem Enzymeinsatz ohne Möglichkeit der Enzymrückgewinnung. Zur Verbesserung der Wirtschaftlichkeit von Biotransformationen wäre ein Verfahren wünschenswert, das hohe Raum-Zeitausbeuten mit einem effizienten Enzymeinsatz kombiniert.

Adsorbentien finden breite Anwendung bei biotechnologischen Verfahren. Sie werden unter anderem eingesetzt als Filtrationshilfen, um Schwebestoffe zu entfernen. Sie werden weiterhin in der Chromatographie zur Stofftrennung eingesetzt und finden auch als Trägermaterialien Verwendung.

In der enzymatischen Synthese ist der Einsatz von Trägermaterialien vor allem zur Immobilisierung von Enzymen bekannt. Beschrieben wurde auch die Immobilisierung ganzer Zellen in Alginat und die Beeinflussung der Enantioselektivität in Gegenwart eines Adsorbens. Das bekannteste Beispiel eines Trägermaterials zur Immobilisierung von Enzymen ist Eupergit© der Fa. Röhm. Kommerziell erhältlich sind vor allem kovalent immobilisierte Lipasen (z. B. erhältlich von der Fa. Novozymes), die zur Racematspaltung eingesetzt werden können. Die Herstellung immobilisierter Enzyme ist allerdings ein aufwändiger Prozess, so dass deren Einsatz üblicherweise nicht mit einer signifikanten Kostenersparnis verbunden ist. Kovalent immobilisierte Enzyme sind also nicht geeignet, die Wirtschaftlichkeit der Synthese chiraler Alkohole zu verbessern.

Bisher ist somit kein einfaches und kostengünstiges Verfahren bekannt, dass es dem Fachmann ermöglicht, unter Einsatz von Adsorbentien die Wirtschaftlichkeit der Herstellung chiraler Alkohole durch enzymatische Reduktion bezüglich Enzymeinsatz und Raum-Zeitausbeute zu verbessern.

Aufgabe der Erfindung war es, ein Verfahren zur Verfügung zu stellen, welches eine effiziente kostengünstige Herstellung eines chiralen sekundären Alkohols ermöglicht.

Diese Aufgabe wird gelöst durch ein Verfahren, bei dem eine Biotransformationszusammensetzung, enthaltend ein Keton der Formel (I),

wobei R1 und R2 verschieden sind und jeweils organischer Rest bedeuten, eine Oxidoreduktase und ein Cosubstrat, zur Reaktion gebracht wird, wobei ein chiraler sekundärer Alkohol entsteht, dadurch gekennzeichnet, dass die Biotransformationszusammensetzung ein Adsorbens enthält, welches mit der Oxidoreduktase assoziiert und welches nach dem Ende der Reaktion von der Biotransformationszusammensetzung abgetrennt wird.

Mittels des erfindungsgemäßen Verfahrens wird die Oxidoreduktase aus der Biotransformationszusammensetzung zurückgewonnen und kann erneut für die Biotransformation eines Ketons der Formel (I) in einen chiralen sekundären Alkohol eingesetzt werden. Das erfindungsgemäße Verfahren ermöglicht es, auch bei hohen Raum-Zeitausbeuten den Enzymeinsatz bei Biotransformationen durch Recycling zu minimieren.

Als Adsorbens sind alle Feststoffe geeignet, die in der Lage sind, die Oxidoreduktase während der Biotransformationsreaktion in aktiver Form zu halten und, nach Beendigung der Biotransformation, bei Abtrennung des Adsorbens vom Reaktionsansatz, vorzugsweise durch Filtration, Sedimentation oder Zentrifugation, die Oxidoreduktase in aktiver Form im Filterkuchen zurückzuhalten. Dadurch wird eine Abtrennung des Enzyms vom Reaktionsansatz erreicht und es kann zur Wiederverwendung in einen neuen Reaktionsansatz zurückgeführt werden (Enzymrecycling).

Aufgrund der einfachen Verfahrensführung sind Adsorbentien bevorzugt, die die Oxidoreduktase nichtkovalent binden. Die nichtkovalente Bindung kann dabei durch hydrophobe oder elektrostatische Wechselwirkung (Ionenaustauscher) erfolgen.

Geeignete Adsorbentien sind anorganische und organische Materialien. Geeignete Adsorbentien auf Basis anorganischer Verbindungen sind Aluminiumoxide und Aluminiumoxidhydrate, wie z. B. calciniertes Aluminiumhydroxid, Siliziumdioxid und Kieselsäuren, beispielsweise Diatomeen-Erde wie Celite®, gefällte Kieselsäuren wie z. B. Kieselgel, Aerogel oder pyrogene Kieselsäure wie HDK®. Als anorganische Adsorbentien sind weiterhin geeignet Silikate, darunter Alumosilikate wie z. B. Zeolithe, Magnesiumsilikate wie z. B. Florisil® oder Talk, Calciumsilikate wie z. B. Calciummetasilikat sowie Mischsilikate wie z. B. Bentonite. Als anorganische Adsorbentien sind außerdem geeignet Calciumphosphate wie z. B. Hydroxyapatit.

Geeignete Adsorbentien auf Basis organischer Verbindungen sind kationische und anionische Ionenaustauscher auf Basis der Polystyrolharze, wie z. B. XAD, Dowex® und Amberlite®. Weitere organische Adsorbentien sind Polysaccharide, z. B. Cellulose und vernetzte Dextrane wie z. B. Sephadex®, Sephacryl® oder Sephacel®, außerdem vernetzte Agarose wie z. B. Sepharose® und Superose®. Zu den organischen Adsorbentien gehören außerdem solche auf Basis von Aktivkohlen und von Methacrylaten.

Je nach Oberflächenbeschaffenheit können diese Adsorbentien für hydrophobe oder elektrostatische Interaktion geeignet sein.

Die geeigneten Adsorbentien finden sich in den Produktkatalogen einschlägiger Hersteller wie z. B. Merck, Fluka, Röhm, Rohm und Haas, Sigma-Aldrich, Supelco (Produktkatalog „Chromatographie: Produkte für die Analytik und Aufreinigung", 2006-2007, S. 561-602) oder GE Healthcare (Produktkatalog „Products for Life Sciences", 2006, S. 506-636).

Bevorzugte Adsorbentien sind XAD, Florisil®, Dowex®, Amberlite®, Kieselgel, Celite®.

Besonders bevorzugtes Adsorbens ist Celite®.

Die genannten Adsorbentien finden zwar bereits die im Stand der Technik dargelegte Anwendung bei biotechnologischen Verfahren, diese Anwendungen liefern allerdings keinen Hinweis auf das erfindungsgemäße Verfahren. Insbesondere war es völlig unerwartet, dass es durch den Einsatz der Adsorbentien gelingt, das funktionelle Enzym aus der Biotransformationszusammensetzung zurück zu gewinnen, obwohl diese Zusammensetzungen einen für enzymatische Reaktionen ungewöhnlich hohen Anteil organischer Verbindungen von 50 – 80% (v/v) (zusammengesetzt aus Edukt, Cosubstrat und eventuell Lösemittel) enthalten.

Vorzugsweise handelt es sich bei dem chiralen sekundären Alkohol um eine Verbindung der Formel (II) oder (III)

wobei R1 und R2 voneinander verschieden sind und organischer Rest bedeuten.

Vorzugsweise sind R1 und R2 verschiedene organische Reste mit 1-20 C-Atomen, wie z.B. unverzweigte oder verzweigte C1-C20-Alkyl-C2-C20-Alkenyl-, C2-C20-Alkinyl-, C3-C8 Cycloalkyl-, C6-C20-Aryl- oder C5-C20 Heteroarylreste, wobei ein oder mehrere C-Atome der Reste R1 oder R2 durch Atome, ausgewählt aus der Gruppe B, N, O, Si, P und S, ersetzt sein können oder durch F, Cl, Br, J, durch ggf. substituierte C3-C8-Cycloalkyl, C6-C20-Aryl, C5-C20-Heteroaryl, durch Silylreste sowie durch CN, NH2, NO oder NO2 substituiert sein können.

Besonders sind R1 und R2 ausgewählt aus der Gruppe C1-C12-Alkyl-, C1-C12-Alkenyl-, C2-C12-Alkinyl-, C3-C8-Cycloalkyl-, C6-C20-Aryl- oder C5-C20 Heteroarylrest, bei dem ein oder mehrere C-Atome durch F, Cl, C3-C8-Cycloalkyl, C6-C20-Aryl oder C5-C20-Heteroaryl substituiert sein können oder durch Atome, ausgewählt aus der Gruppe N, O und S, ersetzt sein können.

Bei der Oxidoreduktase handelt es sich vorzugsweise um eine CR mit S- oder R-Spezifität.

Als R-spezifische CRs werden vorzugsweise sekundäre ADHs, z. B. aus Stämmen der Gattung Lactobacillus wie die ADHs aus Lactobacillus brevis (LB-ADH), Lactobacillus kefir, Lactobacillus parabuchneri, Lactobacillus kandleri, Lactobacillus minor, oder es werden Fettsäuresynthetasen (FAS), besonders bevorzugt die FAS der Bäckerhefe oder aus Pichia pastoris eingesetzt. Bevorzugte R-selektive CRs sind ADHs der Gattung Lactobacillus. Besonders bevorzugte R-selektive CR ist die LB-ADH.

Als S-spezifische CRs werden vorzugsweise sekundäre ADHs, z. B. aus Stämmen der Gattung Thermoanaerobacter (Thermoanaerobium) wie die ADHs aus Thermoanaerobacter sp. (T-ADH, offenbart in DE 10 2004 029 112 A1), Th. brockii oder Th. ethanolicus, oder aus Stämmen der Gattung Rhodococcus wie die ADHs aus Rhodococcus ruber (RR-ADH) oder Rhodococcus erythropolis (RE-ADH), oder es werden CRs aus der Bäckerhefe (Beispiele S-spezifischer CRs aus der Bäckerhefe sind in Kaluzna et al. (2004), J. Am. Chem. Soc. 126: 12827-12832 offenbart) eingesetzt. Bevorzugte S-selektive CRs sind ADHs der Gattungen Thermoanaerobacter und Rhodococcus. Besonders bevorzugte S-selektive CRs sind die T-ADH und die RR-ADH. Insbesondere bevorzugte S-selektive CR ist die T-ADH.

Die zur enzymatischen Reduktion verwendeten CRs können hergestellt werden, indem man den Mikroorganismus kultiviert, aus dem die betreffende CR stammt. Dies geschieht jeweils in einer dem Fachmann bekannten Art und Weise. Das auf diese Weise hergestellte CR Enzym kann direkt in den Zellen des Produktionswirts verwendet werden, es kann aber auch nach Aufschluss der Zellen als Proteinextrakt, bzw. nach entsprechender Aufarbeitung durch z. B. Säulenchromatographie als gereinigtes Protein eingesetzt werden. Die Enzymproduktion der CRs kann mit einem sog. Expressionssystem auch in rekombinanter Form erfolgen. Dazu wird das für die betreffende CR kodierende Gen isoliert und, dem Stand der Technik entsprechend, in einen für die Proteinproduktion geeigneten Expressionsvektor kloniert. Nach Transformation des Expressionsvektors in einen geeigneten Wirtsorganismus wird ein Produktionsstamm isoliert. Mit diesem Produktionsstamm lässt sich die CR in an sich bekannter Weise, z. B. durch Fermentation, produzieren. Das auf diese Weise hergestellte CR Enzym kann dann direkt in den Zellen des Produktionswirts weiterverwendet werden oder aber nach Aufschluss der Zellen als Proteinextrakt, bzw. nach entsprechender Aufarbeitung durch z. B. Säulenchromatographie als gereinigtes Protein. Bevorzugt ist die Enzymproduktion der erfindungsgemäßen CRs mit einem Expressionssystem in rekombinanter Form. Für die Enzymproduktion sind bakterielle und eukaryontische Expressionssysteme geeignet. Wirtsorganismen für die Enzymproduktion sind vorzugsweise ausgewählt aus Escherichia coli, Stämmen der Gattung Bacillus, Hefen wie Pichia pastoris, Hansenula polymorpha oder Saccharomyces cerevisiae sowie Pilzen wie Aspergillus oder Neurospora, sie sind aber nicht auf die genannten Wirtsorganismen beschränkt. Zu den bevorzugten Expressionssystemen zählen E. coli, Bacillus, Pichia pastoris, S. cerevisiae, Hansenula polymorpha oder Aspergillus. Besonders bevorzugte Expressionssysteme für die Produktion des CR Enzyms sind E. coli, Pichia pastoris und S. cerevisiae. Insbesondere bevorzugtes Expressionssystem ist E. coli.

Um einen möglichst kosteneffizienten Enzymeinsatz zu erreichen erfolgt die Enzymproduktion vorzugsweise durch Fermentation, besonders bevorzugt in einem Fed Batch Verfahren.

Vorzugsweise werden die Zellen aus der Fermentation (Fermenterzellen) dann direkt, im Fermentationsmedium suspendiert oder nach vorheriger Isolierung und anschließender Resuspension, in dem erfindungsgemäßen Verfahren weiterverwendet, so dass das erfindungsgemäße Verfahren als Ganzzellbiotransformation geführt wird. Es ist jedoch auch möglich, im erfindungsgemäßen Verfahren nach Aufschluss der Zellen den so erhaltenen Proteinextrakt, oder nach entsprechender Aufarbeitung durch z. B. Säulenchromatographie das so erhaltene gereinigte Protein im erfindungsgemäßen Verfahren einzusetzen.

Besonders bevorzugt ist die Ganzzellbiotransformation, bei der zuerst die Enzymproduktion in einer rekombinanten Wirtszelle mittels Fermentation erfolgt und die Fermenterzellen anschließend direkt, im Fermentationsmedium suspendiert oder nach vorheriger Isolierung und anschließender Resuspension, in einer erfindungsgemäßen Biotransformation verwendet werden.

Ggf. umfasst die Biotransformationszusammensetzung einen Redox-Cofaktor. Bei dem Redox-Cofaktor handelt es sich um eine Verbindung, die in ihrer reduzierten Form Elektronen zur Verfügung stellt, die in der enzymatischen Reaktion durch eine Oxidoreduktase auf das Edukt übertragen werden mit dem Resultat, dass ein erfindungsgemäßes Produkt entsteht. Der Redox-Cofaktor ist vorzugsweise ausgewählt aus Verbindungen der Gruppe NAD, NADP, (jeweils oxidierte Form des Cofaktors), NADH, NADPH (jeweils reduzierte Form des Cofaktors) und deren Salzen.

Die Redox-Cofaktoren in ihrer reduzierten Form, NADH, bzw. NADPH werden bei der enzymatischen Reduktion stöchiometrisch verbraucht, d.h. sie müssen entweder stöchiometrisch eingesetzt werden oder aber durch Oxidation eines Cosubstrats regeneriert werden (Cofaktor-Regenerierung). Der stöchiometrische Einsatz von NADH oder NADPH ist aufgrund des hohen Preises dieser Verbindungen unwirtschaftlich. Dieser Nachteil wird durch die Cofaktor-Regenerierung umgangen. Voraussetzung dafür sind ein billiges Cosubstrat (Reduktionsmittel) und ein Cofaktorreduzierendes Enzym. Erst die effiziente und billige Regenerierung des Redox-Cofaktors ermöglicht den technischen Einsatz biokatalytischer Reduktionsverfahren.

Der Einsatz eines Adsorbens erlaubt die einfache Abtrennung des Enzyms aus dem Reaktionsansatz durch z. B. Filtration, Sedimentation oder Zentrifugation und seinen Wiedereinsatz in einer neuen Biotransformationszusammensetzung, wobei ev. bei der Rückgewinnung verlorenes Enzym im neuen Ansatz aufgestockt werden kann, um die maximale Umsatzrate beizubehalten. Auf diese Weise ist es möglich, eine prinzipiell unbeschränkte Zahl von Reaktionszyklen durchzuführen.

Ein Cosubstrat ist eine Verbindung, die als Reduktionsmittel enzymatisch oxidiert wird, wobei die dabei gewonnenen Elektronen auf NAD, bzw. NADP übertragen werden und somit NADH, bzw. NADPH regeneriert wird.

Wenn im erfindungsgemäßen Verfahren eine CR aus der Klasse der ADHs eingesetzt wird, so wird als Cosubstrat für die Cofaktor-Regenerierung ein Alkohol, vorzugsweise ein billiger Alkohol wie Isopropanol oder 2-Butanol eingesetzt. Es eignen sich aber auch alle anderen, vom 2-Butanol abgeleiteten höheren sekundären Alkohole. Damit wird in dieser Verfahrensvariante sowohl die stereoselektive Reduktion des Eduktes als auch die Cofaktor-Regenerierung vom gleichen Enzym, der ADH besorgt.

Wenn im erfindungsgemäßen Verfahren eine CR, die nicht eine ADH ist, eingesetzt wird, so erfolgt die Cofaktor-Regenerierung mittels eines zweiten Enzyms. Dieses befindet sich ebenfalls im Reaktionsansatz. Die CR reduziert das Edukt stereoselektiv zum gewünschten Produkt wobei der Cofaktor NADH, bzw. NADPH verbraucht wird. Die Regenerierung des verbrauchten NADH, bzw. NADPH wird durch ein zweites Enzym bewerkstelligt. Prinzipiell ist jedes Enzym zur Cofaktor-Regenerierung geeignet, das in einer enzymatischen Reaktion ein Substrat oxidiert und gleichzeitig NAD zu NADH, bzw. NADP zu NADPH reduziert. Vorzugsweise wird ein Enzym verwendet, welches ein möglichst billiges Cosubstrat wie beispielsweise Glucose oder Ameisensäure, bzw. dessen Salze, oxidiert. Vorzugsweise wird als Enzym zur Cofaktor-Regenerierung ein Enzym aus der Gruppe Glucose-Dehydrogenase (GDH) und Formiat-Dehydrogenase (FDH) eingesetzt.

Bevorzugte Kombinationen von Enzym/Cosubstrat zur Cofaktorregenerierung sind die Kombination einer ADH mit einem Alkohol wie z.B. Isopropanol oder 2-Butanol oder die Kombination einer GDH mit Glucose.

Besonders bevorzugt ist die Kombination einer ADH mit einem Alkohol wie z.B. Isopropanol oder 2-Butanol.

Insbesondere bevorzugt ist die Kombination einer ADH mit Isopropanol.

Das erfindungsgemäße Verfahren ermöglicht es durch enzymatische Reduktion eines Eduktes der Formel (I) bei hohen Raum-Zeitausbeuten und einem geringen Enzymeinsatz chirale sekundäre Alkohole mittels eines einfachen Batch-Verfahrens herzustellen.

In der einfachsten Form umfasst eine erfindungsgemäße Biotransformationszusammensetzung (sog. Batchansatz) Fermenterzellen enthaltend ein CR-Enzym, ein Adsorbens, als Edukt eine Verbindung der Formel (I), einen Redox-Cofaktor ausgewählt aus den Verbindungen NAD, NADH, NADP, NADPH, und deren Salzen, ein Cosubstrat ausgewählt aus der Gruppe Isopropanol, 2-Butanol und Glucose sowie bei Verwendung von Glucose als Cosubstrat eine GDH als Cofaktor-regenerierendes Enzym.

In einer abgewandelten Form des Verfahrens werden eine oder mehrere der genannten Komponenten der Biotransformationszusammensetzung kontinuierlich oder diskontinuierlich zudosiert (sog. Fed Batchansatz).

Bevorzugtes Verfahren ist der Batchansatz.

Das im erfindungsgemäßen Verfahren eingesetzte CR-Enzym kann in ganzen Zellen enthalten sein (Ganzzellverfahren) oder aber nach Aufschluss der Zellen als Proteinextrakt, bzw. nach entsprechender Aufarbeitung durch z. B. Säulenchromatographie als gereinigtes Protein in der erfindungsgemäßen Biotransformationszusammensetzung eingesetzt werden.

Bevorzugt ist der Einsatz des CR-Enzyms in einem Ganzzellverfahren.

Vorzugsweise enthält eine erfindungsgemäße Biotransformationszusammensetzung zwischen 1% (v/v) und 40% (v/v) einer aus der Fermentation erhaltenen Suspension von Fermenterzellen, mit einem Biomasseanteil von 0,05 – 2% (w/v), enthaltend ein CR-Enzym. Der Biomasseanteil ist dabei definiert als Trockenbiomasse, die man erhält, wenn die Fermenterzellen, z. B. in einem Trockenschrank bei 105°C, bis zur Gewichtskonstanz getrocknet werden.

Besonders bevorzugt enthält die Zusammensetzung zwischen 5% (v/v) und 30% (v/v) einer aus der Fermentation erhaltenen Suspension von Fermenterzellen, enthaltend ein CR-Enzym, mit einem Biomasseanteil von 0,25 – 1,5% (w/v).

Insbesondere bevorzugt enthält die Zusammensetzung zwischen 10% (v/v) und 25% (v/v) einer aus der Fermentation erhaltenen Suspension von Fermenterzellen, enthaltend ein CR-Enzym, mit einem Biomasseanteil von 0,5 – 1,25% (w/v).

Eine erfindungsgemäße Biotransformationszusammensetzung enthält außerdem zwischen 0,1% (w/v) und 10% (w/v) eines Adsorbens.

Bevorzugt enthält die Zusammensetzung zwischen 0,2% (w/v) und 5% (w/v) eines Adsorbens.

Besonders bevorzugt enthält die Zusammensetzung zwischen 0,5% (w/v) und 3% (w/v) eines Adsorbens.

Der Einsatz des Adsorbens erlaubt die einfache Abtrennung des Enzyms vom Reaktionsansatz durch z. B. Filtration, Sedimentation oder Zentrifugation und seinen Wiedereinsatz in einer neuen Biotransformationszusammensetzung, wobei eventuell bei der Rückgewinnung verlorenes Enzym im neuen Ansatz aufgestockt werden kann, um die maximale Umsatzrate beizubehalten. Auf diese Weise ist es prinzipiell möglich, eine unbeschränkte Zahl von Reaktionszyklen durchzuführen.

Bevorzugt ist ein Verfahren, bei dem bis zu 20 Reaktionszyklen durchgeführt werden.

Besonders bevorzugt ist ein Verfahren, bei dem bis zu 4 Reaktionszyklen durchgeführt werden.

Das CR-Enzym kann dabei in ganzen Zellen enthalten oder aber nach Aufschluss der Zellen als Proteinextrakt, bzw. nach entsprechender Aufarbeitung durch z. B. Säulenchromatographie als gereinigtes Protein in der erfindungsgemäßen Biotransformationszusammensetzung eingesetzt werden.

Eine erfindungsgemäße Biotransformationszusammensetzung zeichnet sich ferner dadurch aus, dass der Anteil an Edukt der Formel (I) vorzugsweise zwischen 5% (w/v) und 60% (w/v) des Gesamtansatzes beträgt.

Bevorzugt liegt der Anteil an erfindungsgemäßem Edukt der Formel (I) zwischen 20% (w/v) und 50% (w/v) des Gesamtansatzes.

Insbesondere bevorzugt ist eine Zusammensetzung, bei der der Anteil an Edukt der Formel (I) zwischen 30% (w/v) und 45% (w/v) des Gesamtansatzes beträgt.

Eine erfindungsgemäße Biotransformationszusammensetzung zeichnet sich auch dadurch aus, dass der Anteil an Cosubstrat im Falle von Isopropanol oder 2-Butanol vorzugsweise zwischen 10% (w/v) und 50% (w/v) des Gesamtansatzes beträgt.

Besonders bevorzugt beträgt der Anteil an Cosubstrat im Falle von Isopropanol oder 2-Butanol zwischen 20% (w/v) und 45% (w/v) des Gesamtansatzes.

Insbesondere bevorzugt beträgt der Anteil an Cosubstrat im Falle von Isopropanol oder 2-Butanol zwischen 30% (w/v) und 40% (w/v) des Gesamtansatzes.

Wird Glucose als Cosubstrat verwendet, enthält die Zusammensetzung Glucose vorzugsweise in einer Konzentration von 20% (w/v) bis 65% (w/v) bezogen auf den Gesamtansatz.

Eine erfindungsgemäße Biotransformationszusammensetzung umfasst vorzugsweise den Redox-Cofaktor in einer Konzentration zwischen 10 &mgr;M und 200 &mgr;M, besonders bevorzugt zwischen 20 &mgr;M und 150 &mgr;M, insbesondere bevorzugt zwischen 40 &mgr;M und 100 &mgr;M.

Das erfindungsgemäße Verfahren wird vorzugsweise bei einer Temperatur von 3°C bis 70°C, bevorzugt von 5°C bis 50°C, insbesondere bevorzugt von 15°C bis 40°C durchgeführt.

Vorzugsweise wird es in einem pH-Bereich von 5 bis 9, bevorzugt von 5,5 bis 8, insbesondere bevorzugt von 6 bis 7,5 durchgeführt. Vorzugsweise ist der Ansatz zur Konstanthaltung des pH Wertes gepuffert. Vorzugsweise erfolgt eine pH-Kontrolle über eine Titrationsvorrichtung, gekoppelt an ein pH-Messgerät (sog. pH-Stat Methode).

Das erfindungsgemäße Verfahren wird vorzugsweise bei einem Druck von 1 mbar bis 2 bar, bevorzugt bei Normaldruck durchgeführt.

Das erfindungsgemäße Verfahren kann außerdem in Gegenwart einer weiteren organischen Phase durchgeführt werden.

Die Reaktionsdauer des erfindungsgemäßen Verfahrens beträgt vorzugsweise 5 h bis 100 h, besonders bevorzugt 10 h bis 60 h, insbesondere bevorzugt 15 h bis 40 h.

Unter den genannten Bedingungen werden Edukte der allgemeinen Formel (I) zu > 80%, bevorzugt > 90%, insbesondere bevorzugt > 93% zu einem chiralen sekundären Alkohol umgesetzt.

Das erfindungsgemäße Verfahren ermöglichte es erstmals, aus Edukten der allgemeinen Formel (I) bei hoher Raum-Zeitausbeute (Eduktdosierung > 20% w/v, 24 h Reaktionsdauer) unter Rückgewinnung des Enzyms (mindestens viermaliges Recycling) einen chiralen sekundären Alkohol mit Ausbeuten > 90% und einem ee > 99% herzustellen, wobei gleichzeitig die Dosierung CR-haltiger Zellen, ausgedrückt in Trockenbiomasse Fermenterzellen, nicht mehr als 1% (w/v) vom Ansatzvolumen betrug. Die beobachtete Effizienz bei gleichzeitiger Möglichkeit der Enzymrückgewinnung und die für eine Biotransformation unerwartet hohen Raum-Zeitausbeuten des erfindungsgemäßen Biotransformationsverfahrens waren nach dem Stand der Technik nicht zu erwarten. Insbesondere ist überraschend, dass es auch in einer wässrig-alkoholischen Lösung gelingt, den Grossteil der eingesetzten Alkoholdehydrogenase adsorptiv und mit uneingeschränkter Aktivität aus der Reaktionslösung abzutrennen. Überraschend ist auch, dass bereits die Gegenwart des Adsorbens genügt, um die Enzymaktivität während der Umsetzung zu stabilisieren.

Die Isolierung des Produktes erfolgt nach an sich bekannten Methoden, wobei vorzugsweise zuerst das mit dem Adsorbens assoziierte Enzym für den Wiedereinsatz vom Reaktionsgemisch abgetrennt wird, vorzugsweise durch Filtration, Sedimentation oder Zentrifugation.

Aus dem verbleibenden Reaktionsansatz kann das Produkt dann direkt isoliert werden, vorzugsweise durch Destillation oder durch Extraktion mit einem mit Wasser nicht mischbaren, organischen Lösungsmittel.

Bei der direkten Destillation erhält man das gewünschte Endprodukt. Das Endprodukt wird typischerweise in einer Ausbeute > 70%, bevorzugt > 80%, besonders bevorzugt > 90%, jeweils bezogen auf die eingesetzte Menge des Eduktes (I), erhalten. Es besitzt einen Enantiomerenüberschuss von bevorzugt ee > 90%, besonders bevorzugt ee > 97% insbesondere bevorzugt ee = 100%.

Die alternative Isolierung des Produktes aus dem Reaktionsgemisch durch Extraktion kann diskontinuierlich (batchweise) oder kontinuierlich erfolgen. Wie dem Fachmann bekannt, wird dabei eine geeignete Temperatur eingestellt, so dass eine optimale Extraktion des Produktes aus der wässrigen Phase gewährleistet ist. Vorzugsweise erfolgt die Extraktion bei einer Temperatur von 10 bis 70°C.

Als organische Lösemittel sind alle mit Wasser nicht mischbaren Lösemittel geeignet, die eine Verbindung der Formel (II) oder (III) aus einer wässrigen Phase extrahieren können.

Bevorzugt werden organische Lösemittel, ausgewählt aus der Gruppe der Ester, Ether, Alkane, Aromaten und chlorierten Kohlenwasserstoffe verwendet.

Besonders bevorzugt werden Ethylacetat, Methylacetat, Propylacetat, Isopropylacetat, Butylacetat, Tertbutylacetat, Diethylether, Diisopropylether, Dibutylether und Methyl-Tertbutylether (MTBE), Pentan, Hexan, Heptan, Toluol, Methylenchlorid, Chloroform oder deren Mischungen verwendet.

Insbesondere bevorzugte Lösungsmittel sind MTBE, Ethylacetat, Butylacetat und Methylenchlorid.

Nach der Abtrennung der organischen Extraktionsphase wird diese vorzugsweise destillativ aufgearbeitet, wobei eine Anreicherung des Reaktionsproduktes erreicht und die teilweise bis vollständige Abtrennung von Nebenprodukten vom Extraktionslösemittel bewirkt wird und dieses erneut zur Extraktion eingesetzt werden kann.

Durch Aufreinigung der organischen Extraktionslösung enthaltend das Rohprodukt, beispielsweise mittels Feindestillation, erhält man das gewünschte Endprodukt. Das Endprodukt wird typischerweise in einer Ausbeute > 70%, bevorzugt > 80%, besonders bevorzugt > 90%, jeweils bezogen auf die eingesetzte Menge des Eduktes (I), erhalten. Es besitzt einen Enantiomerenüberschuss von bevorzugt ee > 90%, besonders bevorzugt ee > 97% insbesondere bevorzugt ee = 100%.

Die folgenden Beispiele dienen zur Beschreibung der Erfindung:

1. Beispiel: Herstellung von Carbonylreduktasen durch Fermentation

Das Enzym LB-ADH, sein Gen und die rekombinante Produktion von LB-ADH in E. coli sind in EP796914 offenbart. Es wurde das in E. coli transformierte und in EP796914 offenbarte Plasmid pADH-1 verwendet. Alternativ kann das Enzym als aus rekombinanten E. coli hergestellter Rohextrakt kommerziell von der Fa. Julich Chiral Solutions GmbH bezogen werden.

Das Enzym T-ADH, sein Gen und die rekombinante Produktion von T-ADH in E. coli ist offenbart in DE 10 2004 029 112 A1. Es wurde das in E. coli transformierte und in DE 10 2004 029 112 A1 offenbarte Plasmid pET24a [ADH-TS] verwendet. Alternativ kann das Enzym als aus rekombinanten E. coli hergestellter Rohextrakt kommerziell von der Fa. Julich Chiral Solutions GmbH bezogen werden.

Das Enzym AKR aus der Bäckerhefe ist in der öffentlich zugänglichen GenBank Gendatenbank offenbart unter der Zugangsnummer X80642 (Genbezeichnung YPR1) und kann nach dem Stand der Technik aus genomischer DNS der Bäckerhefe isoliert werden. Die GDH-Mutante GDBS-E96A ist offenbart in DE 10 2004 059 376. Es wurde das in das Expressionsplasmid pET16B (Novagen) klonierte Tandemkonstrukt pRKRgd, bestehend aus dem AKR-Gen und gefolgt von einer Ribosomenbindestelle und daran anschließend die GDH-Mutante GDBS-E96A verwendet (Vektorkarte siehe 1). Bei der Klonierung wurde den Empfehlungen des Herstellers des Expressionsvektors pET16B gefolgt.

Fermentation von LB-ADH, T-ADH und AKR/GDH produzierenden E. coli:

Herstellung eines Inokulums für die Fermentation:

  • 1. Vorkultur von mit dem Plasmid pADH-1 (Enzym LB-ADH), bzw. pET24a[ADH-TS] (Enzym T-ADH) oder pAKRgd transformierten E. coli in LBamp Medium. Die Anzucht erfolgte für 7 bis 8 h auf einem Orbitalschüttler (Infors) bei 120 rpm und 30°C.
  • LBamp Medium enthielt Pepton vegetable (Oxoid) 10 g/l; Hefeextrakt (Oxoid) 5 g/l; NaCl 5 g/l und Ampicillin 0,1 g/l.
  • 2. Vorkultur: 100 ml SM3amp Medium wurden in einem 1 l Erlenmeyerkolben mit 1,3 ml Schüttelkultur beimpft. Die Anzucht erfolgte für 16 – 18 h bei 30°C und 120 rpm auf einem Orbitalschüttler bis zu einer Zelldichte OD600/ml von 7 – 10. 100 ml der Vorkultur wurden zum Beimpfen von 1 1 Fermentermedium verwendet.

SM3amp Medium enthielt Pepton vegetable (Oxoid) 5 g/l; Hefeextrakt (Oxoid) 2,5 g/l; NaCl 0,1 g/l; Ammoniumsulfat 5 g/l; KH2PO4 3 g/l; K2HPO4 12 g/l; Glucose 5 g/l; MgSO4 × 7 H2O 0,3 g/l; CaCl2 × 2 H2O 14,7 mg/l; FeSO4 × 7 H2O 2 mg/l; Natriumcitrat × 2 H2O 1 g/l; Vitamin B1 5 mg/l; Spurenelementemix 1 ml/l und Ampicillin 0,1 g/l.

Der Spurenelementemix hatte die Zusammensetzung H3BO3 2,5 g/l; CoCl2 × 6 H2O 0, 7 g/l; CuSO4 × 5 H2O 0, 25 g/l; MnCl2 × 4 H2O 1, 6 g/l; ZnSO4 × 7 H2O 0,3 g/l und Na2MoO4 × 2 H2O 0,15 g/l.

Die Fermentationen wurden in Biostat CT Fermentern der Fa. Sartorius BBI Systems GmbH durchgeführt. Fermentationsmedium war FM2amp. Die Fermentation erfolgte im sog. Fed-Batch Modus.

FM2amp Medium enthielt Glucose 20 g/l; Pepton vegetable (Oxoid) 5 g/l; Hefeextrakt (Oxoid) 2,5 g/l; Ammoniumsulfat 5 g/l; NaCl 0, 5 g/l; FeSO4 × 7 H2O 75 mg/l; Na3Citrat × 2 H2O 1 g/l; CaCl2 × 2 H2O 14,7 mg/l; MgSO4 × 7 H2O 0,3 g/l; KH2PO4 1,5 g/l; Spurenelementemix 10 ml/l; Vitamin B1 5 mg/l und Ampicillin 0,1 g/l. Der pH des FM2amp Mediums wurde vor Beginn der Fermentation auf 7,0 eingestellt. Bei der Fermentation des T-ADH-Stammes enthielt das FM2amp Medium außerdem 2 mM ZnSO4 × 7 H2O.

1 l FM2amp wurde mit 100 ml Inokulum beimpft. Fermentationstemperatur war 30°C. pH der Fermentation war 7,0 und wurde mit den Korrekturmitteln 25% NH4OH, bzw. 6 N H3PO4 konstant gehalten. Die Belüftung erfolgte mit Pressluft bei einem konstanten Durchfluss von 5 slpm (Standard Liter pro Minute). Der Sauerstoffpartialdruck pO2 wurde auf 50% Sättigung eingestellt. Die Regulierung des Sauerstoffpartialdruckes erfolgte über die Rührgeschwindigkeit (Rührerdrehzahl 450 – 1.300 rpm). Zur Kontrolle der Schaumbildung wurde Struktol J673 (20-25% v/v in Wasser) verwendet.

Im Verlauf der Fermentation wurde der Glucoseverbrauch durch off-line Glucose-Messung mit einem Glucose-Analysator der Fa. YSI bestimmt. Sobald die Glukosekonzentration der Fermentationsansätze ca. 5 g/l betrug (5 – 6 h nach Inokulation), wurde die Zudosierung einer 60% w/w Glucose Feedlösung gestartet. Die Flußrate des Feeds wurde so gewählt, dass während der Produktionsphase eine Glukosekonzentration von 1 – 5 g/l eingehalten werden konnte.

Induktion der Produktion des LB-ADH, bzw. T-ADH Enzyms oder der AKR/GDH Enzyme erfolgte durch Zugabe von IPTG (Stammlösung 100 mM) in einer Konzentration von 0,4 – 0,8 mM, sobald das Zellwachstum im Fermenter eine OD600/ml von 50 – 60 erreicht hatte. Die gesamte Fermentationsdauer betrug 32 h. Nach Beendigung der Fermentation wurde die Fermenterbrühe (Trockenbiomasse 50 g/l) in Aliquots zu je 100 ml eingefroren.

Herstellung von Enzym-Rohextrakten aus Fermenterzellen: 2 ml Zellsuspension aus der Fermentation wurden zentrifugiert (10 min 3.000 rpm bei 4°C, Heraeus Fresco Zentrifuge). Das Sediment wurde in 1 ml 50 mM Kaliumphosphat, pH 7,0, 1 mM MgCl2 resuspendiert und durch zwei Passagen durch einen „French Press„ Homogenisator bei 800 bar Druck aufgeschlossen.

Das Homogenat wurde zentrifugiert (10 min 3.000 rpm bei 4°C, Heraeus Fresco Zentrifuge). Der Überstand ergab einen Enzym-Rohextrakt von 1 ml Volumen. Die Bestimmung der LB-ADH Aktivität ergab eine Volumenaktivität von 1.300 U/ml, bzw. eine spezifische Aktivität von 108 U/mg Protein im Rohextrakt. Die Bestimmung der T-ADH Aktivität ergab eine Volumenaktivität von 36 U/ml, bzw. eine spezifische Aktivität von 3 U/mg Protein im Rohextrakt. Die Bestimmung der AKR Aktivität ergab eine Volumenaktivität von 22 U/ml, bzw. eine spezifische Aktivität von 1,8 U/mg Protein im Rohextrakt. Die Bestimmung der GDH Aktivität ergab eine Volumenaktivität von 71 U/ml, bzw. eine spezifische Aktivität von 5,9 U/mg Protein im Rohextrakt.

Spektralphotometrische Bestimmung der LB-ADH und AKR Aktivität: Der Messansatz von 1 ml Volumen zur photometrischen Bestimmung von LB-ADH Aktivität war zusammengesetzt aus Messpuffer (0,1 M Kaliumphosphat, pH 7,0, 0,1 M NaCl, 1 mM MgCl2), 3 &mgr;l Substrat 4-Cl-Acetessigsäureethylester, 0,2 mM NADPH und LB-ADH-haltigem Zellextrakt. Messtemperatur war 25°C. Die Reaktion wurde gestartet durch Zugabe des LB-ADH Zellextrakts und die Extinktionsabnahme infolge des Verbrauchs von NADPH bei einer Wellenlänge von 340 nm gemessen (Extinktionskoeffizient von NADPH: &egr; = 0,63 × 104 l × Mol–1 × cm–1). Ein Unit LB-ADH, bzw. AKR-Aktivität ist definiert als der Verbrauch von 1 &mgr;mol NADPH/min unter Testbedingungen. 1). Ein Unit T-ADH-Aktivität ist definiert als der Verbrauch von 1 &mgr;mol NADPH/min unter Testbedingungen.

Spektralphotometrische Bestimmung der T-ADH Aktivität: Der Messansatz von 1 ml Volumen zur photometrischen Bestimmung von T-ADH Aktivität war zusammengesetzt aus Messpuffer (0,1 M Kaliumphosphat, pH 7,0, 0,1 M NaCl, 1 mM MgCl2), 3 &mgr;l Substrat Aceton, 0,2 mM NADPH und T-ADH-haltigem Zellextrakt. Messtemperatur war 25°C. Die Reaktion wurde gestartet durch Zugabe des T-ADH Zellextrakts und die Extinktionsabnahme infolge des Verbrauchs von NADPH bei einer Wellenlänge von 340 nm gemessen (Extinktionskoeffizient von NADPH: &egr; = 0,63 × 104 1 × Mol–1 × cm-GDH-Aktivität wurde bestimmt wie in DE 10 2004 059 376 (Beispiel 3.) beschrieben.

Zur Bestimmung der spezifischen Aktivität wurde die Proteinkonzentration der Zellextrakte in an sich bekannter Weise mit dem sog. „BioRad Proteinassay" der Fa. BioRad bestimmt.

2. Beispiel: Herstellung von (R)-3-Hydroxy-Buttersäuremethylester aus Acetessigsäuremethylester durch Biotransformationen mit LB-ADH Zellen

  • 1. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 L (20.4 kg) Acetessigsäuremethylester (AcMe), 20 L (15,7 kg) Isopropanol, 1 kg Celite®, 3 L LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP und 7 L KPi-Puffer. Die Zusammensetzung von KPi-Puffer war 0,1 M Kaliumphosphat, pH 7,0, 0,1 M NaCl, 1 mM MgCl2. Der Reaktionsansatz wurde in einem 100 L Reaktionskessel bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz durch Druckfiltration über eine Stahlnutsche der Fa. Seitz filtriert. Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe 94,4%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100 %. Der Celite®-Enzym-Filterkuchen wurde für den 2. Ansatz in den Reaktionskessel zurückgeführt.

Die Reaktionsanalyse durch chirale GC wurde durchgeführt, wobei ein Gaschromatograph 6890N der Fa. Agilent verwendet wurde, ausgerüstet mit einer ChiraldexTM G-TA der Fa. Astec (20 m × 0,32 mm) zur chiralen Trennung.

Zur gaschromatochraphischen Trennung wurde ein Temperaturgradient von 65°C – 170°C mit einer Gradientensteilheit von 10°C/min eingestellt. Retentionszeiten unter diesen Bedingungen waren:

(S)-3-Hydroxy-Buttersäuremethylester: 5,9 min.

(R)-3-Hydroxy-Buttersäuremethylester: 6,5 min.

Acetessigsäuremethylester: 11,6 min.

  • 2. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 L (20.4 kg) Acetessigsäuremethylester (AcMe), 20 L (15,7 kg) Isopropanol, dem aus dem 1. Ansatz zurückgewonnenen Celite®-Enzym-Filterkuchen, 450 ml LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP und 9,8 L KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 1. Ansatz). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe 94,3%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100%. Der Celite®-Enzymfilterkuchen wurde für den 3. Ansatz in den Reaktionskessel zurückgeführt.
  • 3. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 L (20.4 kg) Acetessigsäuremethylester (AcMe), 20 L (15,7 kg) Isopropanol, dem aus dem 2. Ansatz zurückgewonnenen Celite®-Enzym-Filterkuchen, 450 ml LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP und 9,8 L KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 1. Ansatz). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe 94,6%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100%. Der Celite®-Enzymfilterkuchen wurde für den 4. Ansatz in den Reaktionskessel zurückgeführt.
  • 4. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 L (20.4 kg) Acetessigsäuremethylester (AcMe), 20 L (15,7 kg) Isopropanol, dem aus dem 3. Ansatz zurückgewonnenen Celite®-Enzym-Filterkuchen, 450 ml LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP und 9,8 L KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 1. Ansatz). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe 94,5%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100%.

Die aus den vier Ansätzen gewonnenen Filtrate wurden vereinigt (179,7 kg) und das Produkt (R)-3-Hydroxy-Buttersäuremethylester durch Destillation gewonnen. Dabei wurden in einer Siebboden Destillationsapparatur zuerst leichtflüchtige Bestandteile abdestilliert (Temperatur bis zu 100°C, Vakuum bis zu 150 mbar) gefolgt von einer Feindestillation (Temperatur bis zu 120°C, Vakuum bis zu 120 mbar). Die Ausbeute an (R)-3-Hydroxy-Buttersäuremethylester betrug 63 kg (77,2% Ausbeute bezogen auf insgesamt 81,6 kg eingesetztes AcMe).

3. Beispiel Herstellung von (R)-1-Acetoxy-2-Propanol aus Acetoxyaceton durch Biotransformation mit LB-ADH Zellen

  • 1. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 L (41,5 kg) Acetoxyaceton, 20 L (15,7 kg) Isopropanol, 1 kg Celite®, 10 L LB-ADH Zellen, 50 &mgr;M NADP und 1 L KPi-Puffer. Die Zusammensetzung von KPi-Puffer war 0,1 M Kaliumphosphat, pH 7,0, 0,1 M NaCl, 1 mM MgCl2. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 2. Beispiel). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten Acetoxyacetons 93,9%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-1-Acetoxy-2-Propanol betrug 100%.

Die Reaktionsanalyse durch chirale GC wurde durchgeführt, wie in Co10503 offenbart, wobei ein Gaschromatograph 6890N der Fa. Agilent verwendet wurde, ausgerüstet mit einer CP-Chirasil-Dex-CB Säule der Fa. Varian (25 m × 0,25 mm) zur chiralen Trennung.

Zur gaschromatochraphischen Trennung wurde ein Temperaturgradient von 100°C – 140°C mit einer Gradientensteilheit von 2°C/min, gefolgt von einem Temperaturgradienten von 140°C – 170°C mit einer Gradientensteilheit von 10°C/min eingestellt. Retentionszeiten unter diesen Bedingungen waren:

Acetoxyaceton: 4,4 min.

(R)-1-Acetoxy-2-Propanol: 6,2 min.

(S)-1-Acetoxy-2-Propanol: 6,4 min.

(R)-2-Acetoxy-1-Propanol: 7,8 min.

(S)-2-Acetoxy-1-Propanol: 8,7 min.

  • 2. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 L (41,5 kg) Acetoxyaceton, 20 L (15,7 kg) Isopropanol, dem aus dem 1. Ansatz zurückgewonnenen Celite®-Enzym-Filterkuchen, 1,5 L LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP und 8 L KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 2. Beispiel). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten Acetoxyacetons 95,0%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-1-Acetoxy-2-Propanol betrug 100%. Der Celite®-Enzymfilterkuchen wurde für den 3. Ansatz in den Reaktionskessel zurückgeführt.
  • 3. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 L (41,5 kg) Acetoxyaceton, 20 L (15,7 kg) Isopropanol, dem aus dem 2. Ansatz zurückgewonnenen Celite®-Enzym-Filterkuchen, 1,5 L LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP und 8 L KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 2. Beispiel). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten Acetoxyacetons 97,1%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-1-Acetoxy-2-Propanol betrug 100%. Der Celite®-Enzymfilterkuchen wurde für den 4. Ansatz in den Reaktionskessel zurückgeführt.
  • 4. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 L (41,5 kg) Acetoxyaceton, 20 L (15,7 kg) Isopropanol, dem aus dem 3. Ansatz zurückgewonnenen Celite®-Enzym-Filterkuchen, 1,5 L LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP und 8 L KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 2. Beispiel). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten Acetoxyacetons 97,5%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-1-Acetoxy-2-Propanol betrug 100%.

Die aus den vier Ansätzen gewonnenen Filtrate wurden vereinigt (183,8 kg) und im Vakuum destilliert, um leichtflüchtige Reaktionsprodukte (Isopropanol, Aceton) und restliches Wasser aus dem Rohprodukt zu entfernen.

Die Ausbeute an (R)-1-Acetoxypropanol betrug 74,4 kg (86,5 Ausbeute bezogen auf insgesamt 86 kg eingesetztes Acetoxyaceton).

4. Beispiel: Herstellung von (S)-3-Hydroxy-Buttersäuremethylester aus Acetessigsäuremethylester durch Biotransformationen mit T-ADH Zellen

  • 1. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 40 ml (40.8 g) Acetessigsäuremethylester (AcMe), 40 ml (31,4 g) Isopropanol, 2 g Celite®, 6 ml T-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP, 2 ml Glycerin und 12 ml KPi-Puffer. Die Zusammensetzung von KPi-Puffer war 0,1 M Kaliumphosphat, pH 7,0, 0,1 M NaCl, 1 mM MgCl2. Der Reaktionsansatz wurde in einem 100 ml Reaktionsgefäß bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert (siehe 2. Beispiel). Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (Vakuumfiltration über eine Porzellanfritte). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe 92,1%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (S)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100%. Der Celite®-Enzym-Filterkuchen wurde für den 2. Ansatz in das Reaktionsgefäss zurückgeführt.
  • 2. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 40 ml (40.8 g) Acetessigsäuremethylester (AcMe), 40 ml (31,4 g) Isopropanol, dem aus dem 1. Ansatz zurückgewonnenen Celite®-Enzym-Filterkuchen, 1,5 ml T-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP, 2 ml Glycerin und 16 ml KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 1. Ansatz). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe 92,2%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (S)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100%. Der Celite®-Enzym-Filterkuchen wurde für den 3. Ansatz in das Reaktionsgefäß zurückgeführt.
  • 3. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 40 ml (40.8 g) Acetessigsäuremethylester (AcMe, 40 ml (31,4 g) Isopropanol, dem aus dem 2. Ansatz zurückgewonnenen Celite®-Enzym-Filterkuchen, 1,5 ml T-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP, 2 ml Glycerin und 16 ml KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 1. Ansatz). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe 92,6%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (S)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100%.
  • 4. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 40 ml (40.8 g) Acetessigsäuremethylester (AcMe), 40 ml (31,4 g) Isopropanol, dem aus dem 3. Ansatz zurückgewonnenen Celite®-Enzym-Filterkuchen, 1,5 ml T-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP, 2 ml Glycerin und 16 ml KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (siehe 1. Ansatz). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe 92,8%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (S)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100%.

5. Beispiel: Herstellung von (S)-4-Chlor-3-Hydroxy-Buttersäureethylester aus 4-Cl-Acetessigsäureethylester durch Biotransformation mit LB-ADH Zellen

Ansatz ohne Celite®: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 ml (24,3 g) 4Cl-Acetessigsäureethylester (4Cl-ACE), 20 ml n-Butylacetat, 40 ml (31,4 g) Isopropanol, 4 ml LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP, und 16 ml KPiC-Puffer. Die Zusammensetzung von KPiC-Puffer war 0,1 M Kaliumphosphat, pH 7,0, 0,1 M NaHCO3, 1 mM MgCl2. Der Reaktionsansatz wurde in einem 100 ml Reaktionsgefäss bei Raumtemperatur gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (Vakuumfiltration über eine Fritte). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe 57,3 %. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (S)-4-Chlor-3-Hydroxy-Buttersäureethylester (S-CHBE) betrug 100%. Der zeitliche Reaktionsverlauf ist in Tab. 1 dargestellt.

Zur Reaktionsanalyse durch chirale GC wurde ein Gaschromatograph 6890N der Fa. Agilent verwendet, ausgerüstet mit einer ChiraldexTM G-TA Säule der Fa. Astec (20 m × 0,32 mm) zur chiralen Trennung.

Zur gaschromatochraphischen Trennung wurde ein Temperaturgradient von 105°C – 150°C mit einer Gradientensteilheit von 10°C/min eingestellt. Retentionszeiten unter diesen Bedingungen waren:

4-Cl-Acetessigsäureethylester: 4,5 min.

(R)-4-Cl-3-Hydroxy-Buttersäureethylester: 5,2 min.

(S)-4-Cl-3-Hydroxy-Buttersäureethylester: 5,7 min.

Ansatz A mit Celite®: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 20 ml (24,3 g) 4Cl-ACE, 20 ml n-Butylacetat, 40 ml (31,4 g) Isopropanol, 2 g Celite®, 4 ml LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP, und 16 ml KPiC-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde in einem 100 ml Reaktionsgefäss bei Raumtemperatur gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (Vakuumfiltration über eine Fritte). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten 4Cl-ACE 100 %. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes S-CHBE betrug 100%. Der zeitliche Reaktionsverlauf ist in Tab. 1 dargestellt.

Ein Vergleich der in Tab. 1 dargestellten Reaktionsverläufe zeigt, dass das LB-ADH Enzym durch den Celite®-Zusatz stabilisiert wird und dadurch eine Biotransformation mit deutlich höherer Raum-Zeitausbeute ermöglicht wird.

Tab. 1 Reaktionsverlauf der S-CHBE Synthese mit LB-ADH mit und ohne Zusatz von Celite®

Wiedereinsatz des Celite®-LB-ADH Filterkuchens: Der Ansatz mit Celite® wurde dreimal wiederholt, wobei jeweils der Celite®-LB-ADH Filterkuchen aus dem vorhergehenden Ansatz wiederverwendet wurde und zusätzlich jeweils 2 ml frische Fermenterzellen zudosiert wurden. Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten 4Cl-ACE jeweils 100%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes S-CHBE betrug 100%.

Ansatz B mit Celite®: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 40 ml (48,6 g) 4Cl-ACE, 15 ml n-Butylacetat, 25 ml (19,6 g) Isopropanol, 2 g Celite®, 10 ml LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP, und 10 ml KPiC-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde in einem 100 ml Reaktionsgefäss bei Raumtemperatur gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h wurde der Ansatz filtriert (Vakuumfiltration über eine Fritte). Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten 4Cl-ACE 100 %. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes S-CHBE betrug 100%.

6. Beispiel: Herstellung von (S)-2-Hexanol aus 2-Hexanon durch Biotransformtion mit T-ADH Zellen

  • 1. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 15 ml (12,2 g) 2-Hexanon, 50 ml (39,3 g) Isopropanol, 2 ml T-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP, 2 g Celite® und 33 ml KPi-Puffer. Die Zusammensetzung von KPI-Puffer war 0,1 M Kaliumphosphat, pH 7,0, 0,1 M NaCl, 1 mM MgCl2. Der Reaktionsansatz wurde in einem 100 ml Reaktionsgefäss bei 30°C gerührt.

Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml Essigester extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten 2-Hexanon 80%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (S)-2-Hexanol betrug 100%.

Zur Reaktionsanalyse durch chirale GC wurde ein Gaschromatograph 6890N der Fa. Agilent verwendet, ausgerüstet mit einer ChiraldexTM G-TA Säule der Fa. Astec (10 m × 0,32 mm) zur chiralen Trennung.

Zur gaschromatographischen Trennung wurde ein Temperaturgradient von 50°C – 70°C mit einer Gradientensteilheit von 5°C/min, gefolgt von 70°C – 80°C mit einer Gradientensteilheit von 20°C/min eingestellt. Retentionszeiten unter diesen Bedingungen waren:

2-Hexanon: 4,30 min.

(R)-2-Hexanol: 1,88 min.

(S)-2-Hexanol: 2,22 min.

Wiedereinsatz des Celite®-T-ADH Filterkuchens: Der 1. Ansatz wurde dreimal wiederholt, wobei jeweils der Celite®-T-ADH Filterkuchen aus dem vorhergehenden Ansatz wiederverwendet wurde und zusätzlich jeweils 0,3 ml frische Fermenterzellen zudosiert wurden. Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten 2-Hexanon zwischen 79 – 83%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (S)-2-Hexanol betrug jeweils 100%.

7. Beispiel: Herstellung von (S)-3-Hydroxybutyraldehyd-Dimethylacetal (S-HBDMA) aus Acetyl-Acetaldeyddimethylacetal (AADMA) durch Biotransformation mit AKRgd Zellen

  • 1. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 5 ml (5 g) Acetyl-Acetaldeyddimethylacetal (AADMA), 8 ml AKRgd Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP, 2 g Celite und 85 ml KpiG-Puffer. Die Zusammensetzung von KpiG-Puffer war 0,1 M Kaliumphosphat, pH 7,0, 0,1 M NaCl, 1 M Glucose. Der Reaktionsansatz wurde in einem 100 ml Reaktionsgefäß bei 30°C gerührt. Der pH von 7,0 wurde konstant gehalten durch einen Titrator („TitroLine alpha" der Fa. Schott), über den 10 M KOH zudosiert wurde.

Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes entnommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert. Nach 24 h betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten AADMA 93,4%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes S-HBDMA betrug 100%.

Zur Reaktionsanalyse durch chirale GC wurde ein Gaschromatograph 6890N der Fa. Agilent verwendet, ausgerüstet mit einer CP-Chirasil-Dex-CB Säule der Fa. Varian (25 m × 0,25 mm) zur chiralen Trennung.

Zur gaschromatographischen Trennung wurde ein Temperaturgradient von 100°C – 140°C mit einer Gradientensteilheit von 2°C/min, gefolgt von 140°C – 170°C mit einer Gradientensteilheit von 10°C/min eingestellt. Retentionszeiten unter diesen Bedingungen waren:

Acetyl-Acetaldehyddimethylacetal: 5,18 min.

(S)-3-Hydroxy-Butyralddehyd-Dimethylacetal: 7,42 min.

(R)-3-Hydroxy-Butyralddehyd-Dimethylacetal: 7,66 min.

Wiedereinsatz des Celite®-AKRgd Filterkuchens: Der 1. Ansatz wurde dreimal wiederholt, wobei jeweils der Celite®-AKRgd Filterkuchen aus dem vorhergehenden Ansatz wiederverwendet wurde und zusätzlich jeweils 2 ml frische Fermenterzellen zudosiert wurden. Im Filtrat betrug der Reaktionsumsatz des eingesetzten ARDMA zwischen 93 – 95%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes S-HBDMA betrug jeweils 100%.

8. Beispiel (Vergleichsbeispiel): Wiedereinsatz von LB-ADH nach Extraktion des Reaktionsansatzes bei der Herstellung von (R)-3-Hydroxy-Buttersäuremethylester aus Acetessigsäuremethylester

  • 1. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 40 ml (40.8 g) Acetessigsäuremethylester (AcMe), 40 ml (31,4 g) Isopropanol, 6 ml LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben), 50 &mgr;M NADP und 14 ml KPi-Puffer. Die Zusammensetzung von KPi-Puffer war 0,1 M Kaliumphosphat, pH 7,0, 0,1 M NaCl, 1 mM MgCl2. Die Zusammensetzung war equivalent zu der Biotransformation aus dem 2. Beispiel (1. Ansatz), jedoch ohne Zusatz von Celite®. Der Reaktionsansatz wurde in einem 100 ml Reaktionsgefäß bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert (siehe 2. Beispiel). Nach 24 h wurde der Ansatz beendet. Der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe betrug 96,2%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100 %.

Der Reaktionsansatz wurde dreimal mit je 100 ml MTBE extrahiert und die enzymhaltige wässrige Phase wiedergewonnen. Das Volumen der wässrigen Phase betrug 14 ml.

  • 2. Ansatz: Der Reaktionsansatz war zusammengesetzt aus 40 ml (40.8 g) Acetessigsäuremethylester (AcMe), 40 ml (31,4 g) Isopropanol, 14 ml LB-ADH-haltige, wässrige Phase nach der MTBE-Extraktion des 1. Ansatzes, 0,9 ml LB-ADH Zellen (Fermenterbrühe wie im 1. Beispiel beschrieben, ist equivalent zu der Menge Zellen, mit der im 2. Beispiel der 2. Ansatz aufgestockt wurde), 50 &mgr;M NADP und 5,1 ml KPi-Puffer. Der Reaktionsansatz wurde in einem 100 ml Reaktionsgefäß bei 30°C gerührt. Zu verschiedenen Zeitpunkten wurden 0,1 ml Proben des Reaktionsansatzes genommen, mit 1 ml MTBE extrahiert und durch chirale GC analysiert (siehe 2. Beispiel). Nach 24 h wurde der Ansatz beendet. Der Reaktionsumsatz des eingesetzten AcMe betrug 50,9%. Der Enantiomerenüberschuss ee des Produktes (R)-3-Hydroxy-Buttersäurmethylester betrug 100%.

Dieses Vergleichsbeispiel zeigt, dass der Wiedereinsatz des Enzyms nach Produktextraktion mit MTBE nur zu einer unvollständigen Reaktion führt. Wie im 2. Beispiel gezeigt, wird im Gegensatz dazu das Enzym durch Adsorption an Celite® unter ansonsten gleichen Bedingungen so stabilisiert, dass beim Wiedereinsatz ein nahezu vollständiger Reaktionsumsatz erzielt wird und das Enzym für noch weitere Reaktionszyklen zur Verfügung steht.


Anspruch[de]
Verfahren zur Herstellung eines chiralen sekundären Alkohols bei dem eine Biotransformationszusammensetzung, enthaltend ein Keton der Formel (I),
wobei R1 und R2 verschieden sind und jeweils organischer Rest bedeuten, eine Oxidoreduktase und ein Cosubstrat, zur Reaktion gebracht wird, wobei ein chiraler sekundärer Alkohol entsteht, dadurch gekennzeichnet, dass die Biotransformationszusammensetzung ein Adsorbens enthält, welches mit der Oxidoreduktase assoziiert und welches nach dem Ende der Reaktion von der Biotransformationszusammensetzung abgetrennt wird.
Verfahren gemäß Anspruch 1 dadurch gekennzeichnet, dass als Adsorbens ein Feststoff verwendet wird, der die Oxidoreduktase während der Biotransformationsreaktion in einer aktiven Form hält und, nach Beendigung der Biotransformation, bei Abtrennung des Adsorbens vom Reaktionsansatz die Oxidoreduktase in aktiver Form im Filterkuchen zurückhält. Verfahren gemäß Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass die Adsorbentien ausgewählt sind aus der Gruppe Aluminiumoxid, Kieselgel, Mg-Silicat (z.B. Florisil®), Bentonit, Celite®, XAD, Dowex®, Amberlite®, Sepharose®, Sephadex®, Superose®, Cellulose, etc. Je nach Oberflächenbeschaffenheit können diese Adsorbentien für hydrophobe oder elektrostatische Interaktion geeignet sein. Verfahren gemäß Anspruch 3, dadurch gekennzeichnet, dass die Adsorbentien XAD, Florisil®, Kieselgel, oder Celite® sind. Verfahren gemäß Anspruch 4, dadurch gekennzeichnet, dass das Adsorbens Celite® ist. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 1 bis 5, dadurch gekennzeichnet, dass die mit dem Adsorbens assoziierte Carbonylreduktase für den Wiedereinsatz vom Reaktionsgemisch durch Filtration, Sedimentation oder Zentrifugation abgetrennt wird. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 1 bis 6, dadurch gekennzeichnet, dass der chirale sekundäre Alkohol eine Verbindung der Formel (II) oder (III)
ist, wobei R1 und R2 voneinander verschieden sind und organischer Rest bedeuten.
Verfahren gemäß Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, dass R1 und R2 verschiedene organische Reste mit 1-20 C-Atomen, wie z. B. unverzweigte oder verzweigte C1-C20-Alkyl-, C2-C20-Alkenyl-, C2-C20-Alkinyl-, C3-C8 Cycloalkyl-, C6-C20-Aryl- oder C5-C20 Heteroarylreste, wobei ein oder mehrere C-Atome der Reste R1 oder R2 durch Atome, ausgewählt aus der Gruppe B, N, O, Si, P und S, ersetzt sein können oder durch F, Cl, Br, J, durch ggf. substituierte C3-C8-Cycloalkyl, C6-C20-Aryl, C5-C20-Heteroaryl, durch Silylreste sowie durch CN, NH2, NO oder NO2 substituiert sein können. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 1 bis 8, dadurch gekennzeichnet, dass die Oxidoreduktase eine Carbonylreduktase mit S- oder R-Spezifität ist. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 1 bis 9, dadurch gekennzeichnet, dass die Biotransformationszusammensetzung einen Redox-Cofaktor ausgewählt aus Verbindungen der Gruppe NAD, NADP, NADH, NADPH und deren Salzen umfasst. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 9 oder 10, dadurch gekennzeichnet, dass die Carbonylreduktase eine Alkohldehydrogenase ist und das Cosubstrat ein Alkohol ist. Verfahren gemäß Anspruch 11, dadurch gekennzeichnet, dass, der Alkohol Isopropanol oder 2-Butanol ist. Verfahren gemäß Anspruch 1 bis 12, dadurch gekennzeichnet, dass Edukte der allgemeinen Formel (I) zu > 80%, bevorzugt > 90%, insbesondere bevorzugt > 93% zu einem chiralen sekundären Alkohol umgesetzt werden. Verfahren gemäß Anspruch 1 bis 13, dadurch gekennzeichnet, dass das abgetrennte Adsorbens welches mit der Carbonylreduktase assoziiert ist, in eine Biotransformationszusammensetzung gemäß Anspruch 1 gegeben wird wobei der Biotransformationszusammensetzung keine Carbonylreduktase zugesetzt wird oder nursoviel Carbonylreduktase zugesetzt wird, wie bei der Abtrennung des Adsorbens verloren wurde und dieser zweite Reaktionszyklus analog Anspruch 1 durchgeführt wird. Verfahren gemäß Anspruch 14, dadurch gekennzeichnet, dass bis zu 20 Reaktionszyklen unter Einsatz des im vorherigen Reaktioszyklus abgetrennten Adsorbens durchgeführt werden. Verfahren gemäß Anspruch 1 bis 15, dadurch gekennzeichnet, dass der chirale sekundäre Alkohol aus dem Reaktionsansatz nach Abtrennung des Adsorbens durch Destillation oder mittels eines mit Wasser nicht mischbaren, organischen Lösungsmittels extrahiert wird. Biotransformationszusammensetzung umfassend Fermenterzellen enthaltend ein CR-Enzym, ein Adsorbens, eine Verbindung der Formel (I), einen Redox-Cofaktor ausgewählt aus den Verbindungen NAD, NADH, NADP, NADPH, und deren Salzen, ein Cosubstrat ausgewählt aus der Gruppe Isopropanol, 2-Butanol und Glucose sowie im Falle von Glucose als Cosubstrat eine GDH als Cofaktor-regenerierendes Enzym. Zusammensetzung gemäß Anspruch 13 enthaltend zwischen 1 % (v/v) und 40% (v/v) bezogen auf den Gesamtansatz Fermentationsmedium mit Fermenterzellen mit einem Biomasseanteil von 0,05 – 2% (w/v) enthaltend ein CR-Enzym, ein Adsorbens in einer Menge von 0,1 – 10% (w/v) des Gesamtansatzes, eine Verbindung der Formel (I) in einer Menge von 5% (w/v) bis 60% (w/v) des Gesamtansatzes und zwischen 10% (w/v) und 50% (w/v) bezogen auf den Gesamtansatz, ein Cosubstrat ausgewählt aus der Gruppe Isopropanol und 2-Butanol und den Redox-Cofaktor in einer Menge zwischen 10 &mgr;M und 200 &mgr;M. Zusammensetzung gemäß Anspruch 17 oder 18, dadurch gekennzeichnet, dass das CR-Enzym eine ADH ist. Zusammensetzung gemäß einem der Ansprüche 17 bis 19, dadurch gekennzeichnet, dass das Adsorbens Celite® ist.






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